Post on 20-Jan-2021
transcript
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
1
Manual de Mecanismos de Resistência aos Antibióticos
Macrolídeos e Lincosamidas
Prof. Agdo. Dr. Rafael Vignoli1,2
Prof. Adj. Dra. Lorena Pardo1,3 1Departamento de Bacteriologia e Virologia, Faculdade de Medicina,
Universidad de la República, Uruguai. 2Integrante do Sistema Nacional de Investigadores do Uruguai (Nível I).
3Clínica Pediátrica, Faculdade de Medicina, Universidad de la República, Uruguai.
Tabela de conteúdo
Tabela de conteúdo ................................................................................................................................................. 1
Macrolídeos e Lincosamidas .................................................................................................................................... 1
1. Macrolídeos ......................................................................................................................................................... 1
2. Lincosamidas ....................................................................................................................................................... 9
3. Referências ........................................................................................................................................................ 11
Macrolídeos e Lincosamidas
1. Macrolídeos
1.1. Classificação e Estrutura
Os macrolídeos compreendem um conjunto de antibióticos, bacteriostáticos, constituídos por um anel
macrocíclico de lactona ao qual se ligam um ou mais açúcares por ligação glicosídica1.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
2
Podem ser classificados de acordo com a quantidade de átomos que formam o anel de lactona: 14 átomos
eritromicina e claritromicina, 15 átomos azitromicina e 16 átomos espiramicina1. Ver imagem 1 e tabela 1.
Figura 1. Estrutura química dos macrolídeos onde se mostra o anel de lactona e os dois aminoaçúcares presentes na
eritromicina, claritromicina e azitromicina.
Tabela 1. Extraído de Cobos-Trigueros y cols 1
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
3
A eritromicina, o primeiro macrolídeo utilizado cerca do ano 1950 na prática clínica, procede de
Saccharopolyspora erythraea. É ativa frente às bactérias Gram positivas como Staphylococcus sp., Streptococcus
sp., Enterococos, algumas espécies Gram negativas como N. gonorrhoeae, B. pertussis e H. influenzae; tendo a
vantagem adicional de atuar em microrganismos intracelulares como Legionella e Chlamydia assim como em M.
pneumoniae2.
Os derivados semi-sintéticos de eritromicina incluem, em uma primeira instância, azitromicina e claritromicina,
constituindo os macrolídeos de segunda geração.
A terceira geração deste grupo de antibióticos está constituída pelos cetolídeos.
Os macrolídeos são utilizados, fundamentalmente, para o tratamento de infecções por Gram positivos, e dentre
eles, a azitromicina é a que tem melhor atividade sobre alguns Gram negativos como Haemophilus influenzae e
Neisseria gonorrhoeae. Adicionalmente tem sido proposta como uma opção terapêutica para o tratamento das
diarreias com sangue.
1.2. Mecanismo de ação
Este grupo de antibióticos tem como mecanismo de ação inibir a alongamento da cadeia proteica. Atuam no
ribossomo bacteriano, um complexo proteico, formado por duas subunidades nomeadas de acordo com seu
coeficiente de sedimentação (30S e 50S).
A cadeia proteica em formação alonga-se em um domínio localizado na subunidade maior do ribossomo. É nesse
“centro” onde são adicionados os aminoácidos que emergem do ribossomo através de um setor chamado por
alguns autores “túnel de saída”.
Os macrolídeos ligam-se ao ribossomo bacteriano nesse setor, fechando o túnel e bloqueando dessa forma a
tradução de proteínas na bactéria3,4. Vide imagem 2.
Com certeza, devido ao grande tamanho da subunidade 50S do ribossomo e à variabilidade interespécie deste
complexo proteico, apesar de ser uma estrutura bastante conservada nos microrganismos; não todos os
macrolídeos se ligam exatamente no mesmo sítio. Por exemplo a azitromicina também se localiza de maneira
estreita no túnel de saída da cadeia polipeptídica, mas afasta-se mais do sítio ativo desta subunidade que a
eritromicina5.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
4
Imagem 2. Representação do mecanismo de ação dos macrolídeos por obstrução do túnel de saída. Extraída de Kannan e
cols3.
Estudos baseados na metagenômica mostraram que a inibição da síntese proteica é produzida em determinadas
proteínas, não em todas elas. Esses estudos apoiam a teoria que a eritromicina atua fundamentalmente no sítio
ativo dessa subunidade (peptidil transferase) e que inibe alguns motivos tanto de substratos doadores como
aceptores, mais que ter uma ação direta na saída do túnel como foi postulado no início6.
Os macrolídeos são compostos básicos capazes de atravessar as membranas lipídicas, conferindo a
particularidade de concentrar-se adequadamente dentro das células eucariotas e atravessar a membrana
externa dos bacilos Gram negativos.
A azitromicina é caracterizada por acumular-se melhor que os outros macrolídeos nas células fagocitárias,
portanto aumenta sua concentração na localização da infecção7.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
5
1.3. Mecanismos de resistência
Bomba de efluxo:
A expulsão do antibiótico da bactéria nos Cocos Gram positivos pode estar relacionada com os seguintes genes:
mefA, mefE em S. xylosus y.msrA e msrB em S. aureus, erpB.
As bombas de efluxo são transportadores transmembrana que funcionam acoplados a uma ATPase. São ativas
perante macrolídeos de 14-15 átomos, mas não perante 16 macrolídeos, lincosamidas e estreptograminas b.
Por esse motivo este tipo de resistência é chamado fenótipo M. De cada gene que codifica para este conjunto
de proteínas expulsado pelo antibiótico fora da célula pode haver variantes (por exemplo mefA e mefE, menos
frequentemente mefI e mefO) com uma conservação da sequência entre elas próximas a 90%. Os genes mef
estão inseridos em um transposão localizado em um profago que permite a transferência para outras espécies.8
Esses transportadores estão relacionados com os sistemas ABC acoplados à hidrólise de ATP com diversas
funções celulares que incluem não apenas o transporte transmembrana, função mais que reconhecida, mas
também poderiam intervir em processos celulares como alongamento de proteínas na tradução e reparação do
DNA9.
Mudanças do sítio alvo de ação:
As mudanças nas sequências que codificam a subunidade ribossomal podem ser secundárias a mutações
pontuais. Embora este mecanismo tenha sido descrito (em S. pyogenes, S. pneumoniae e H. influenzae é
infrequente), costuma ser infrequente em isolados clínicos. A maioria destas mutações acontecem nos domínios
V do rRNA e nas proteínas L4 e L2210,11.
Outro tipo de variabilidade no sítio alvo de ação é constituído pelas mudanças post- transcricionais, em
particular a metilação desta subunidade, na posição A2058, sem alterar a sequência da proteína.
Este tipo de mudança no ribossomo gera resistência a macrolídeos, lincosamidas e estreptograminas tipo b,
denominada MLSb.
O gene erm com suas diferentes variantes é o responsável dessa resistência, codificando uma metilase que
altera o sítio alvo de união do antibiótico ao ribossomo bacteriano. Dado que este grupo de antibióticos
compartilha o mecanismo de ação (a união ao ribossomo bacteriano e a posterior inibição da síntese proteica),
o produto do gene erm determina resistência aos três grupos de antibióticos: macrolídeos, lincosamidas e
estreptograminas B12.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
6
Em S. aureus e S. pneumoniae, assim como em outras espécies, a metilase está codificada pelos genes erm
(erithromycin ribosome metylation) e constitui o mecanismo mais relevante de resistência desses
microrganismos a este antibiótico.
São descritas variantes entre diferentes espécies, entre as quais estão: ermA, ermC, ermB, ermAM, ermF, ermD,
ermG, ermE, ermA´ e ermTR12,13.
Têm sido encontrados genes relacionados com ermAM em Clostridium e enterobactérias, que foram
denominados ermP, ermZ e ermBC14,15.
Em S. aureus os genes erm (em particular o gene ermC) encontram-se em um plasmídeo pequeno, multicópia,
embora em S. aureus também possa ser encontrado no cromossomo bacteriano.
Quando realizado o D teste com oleandomicina em vez de eritromicina, foi observado que para o gene ermC
este macrolídeo não funciona como indutor e que os baixos níveis de resistência associam-se com o gene ermA
em Staphylococcus16.
Com menor frequência esse tipo de genes tem sido achados em plasmídeos maiores, conjugativos, geralmente
associados resistência à penicilina (portando ermB).
Depois das primeiras descrições, esses plasmídeos têm sido achados em múltiplas espécies de Streptococcus,
Staphylococcus e Enterococos17,18.
A resistência à clindamicina por este mecanismo pode ser induzível (iMLS) ou constitutiva (cMLS). Em S. aureus
são indutores os macrolídeos de 14 e 15 átomos. In vitro costuma ser utilizada eritromicina, já que é um bom
indutor da expressão dessa resistência, evidenciado no antibiograma convencional por um achatamento no halo
de inibição para clindamicina quando colocados próximos os discos com esses antibióticos (efeito D).
Esta característica no está relacionada com o tipo de gene erm envolvido no começo.
Em Streptococcus spp a resistência induzível pode ser classificada conforme o fenótipo de resistência aos
macrolídeos de 16 átomos em 3 fenótipos realizando um teste com três discos, eritromicina (colocada no centro
da placa) com clindamicina e josamicina.
iMLS-A, resistência à josamicina, eritromicina e induzível à clindamicina.
iMLS-B, resistência induzível à josamicina e clindamicina com alto nível de resistência à eritromicina.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
7
iMLS-C, resistência induzível à josamicina e clindamicina com baixo nível de resistência à eritromicina19. Vide
imagem 3.
As lincosamidas não funcionam in vitro como indutores do gene erm. Doses sub-inibitórias de eritromicina agem
como indutoras do mesmo.
Os genes ermC foram os responsáveis de forma predominante nos MSSA20.
Imagem 3. Fenótipos de resistência iMLSb tomado de Giovenetti et al.19 Triple teste de disco. Coloca-se um disco de
eritromicina no centro (30 ug), com um disco de clindamicina (10ug) à direita e um de josamicina (30uf) à esquerda. (A)
fenótipo cMLS (B) fenótipo iMLS (subtipo iMLS-A). (C) fenótipo iMLS (subtipo iMLS-B). (D) fenótipo iMLS (subtipoiMLS-C).
(E) fenótipo M.
O mecanismo da indução da resistência à clindamicina tem a ver com mudanças conformacionais do RNAm da
metilase. Em ausência da eritromicina, esse RNAm encontras-se em uma conformação que esconde a sequência
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
8
de reconhecimento do ribossomo (sequência de Shine-Dalgarno ou SD). A união da eritromicina ao ribossomo,
geraria uma mudança conformacional no RNAm da metilase, que agora liberaria a SD, o que permitiria que
fosse lida pelo ribossomo e sintetizara-se a proteína correspondente21.
A expressão de resistência à clindamicina em forma constitutiva é simples de obter a partir de cepas com iMLSb,
em condições experimentais. As cepas que apresentam cMLSb são frequentemente aquelas selecionadas de
infecções com alto inóculo.
Descreve-se que os isolamentos que apresentam ermC, apresentam uma taxa de mutação 14 vezes maior que
os que aportam o gene ermA. Essa observação foi realizada em cepas provenientes de isolamentos clínicos e foi
reproduzida em cepas clonadas com esses genes.
Daurel e col observaram que as mudanças genéticas deviam-se, fundamentalmente, à perda de um setor de
DNA na região reguladora que se encontra entre as regiões que codificam as 2 subunidades do ribossomo, que
precedem no genoma ao gene ermC22.
Em cepas portadoras de genes ermC que se expressam de forma constitutiva em S. aureus, foram observados
três tipos diferentes de mutações na região reguladora ermC, que correspondem a deleções, duplicações,
mutações pontuais múltiplas e supressões23.
Que um paciente com uma infecção por um S. aureus, portador da resistência MLSb induzível, durante o
tratamento a desenvolva de forma constitutiva está reportado há 40 anos. Os primeiros registros carecem de
estudos que permitam afirmar que fosse uma cepa portadora de resistência induzível que na evolução mudou
para fenótipo constitutivo24.
Os métodos de tipificação molecular, como a eletroforese em campo pulsante entre outras, disponível em
muitos laboratórios de referência, são ferramentas fundamentais para aprofundar neste tipo de achados25.
O aumento dos casos CA-MRSA em alguns países, levou a modificar as recomendações de antibioticoterapia
empírica, onde a clindamicina surgia como proposta para o tratamento empírico de algumas infecções. Embora
isso não tenha sido universal, foi observado em alguns meios uma frequência aumentada do fenótipo iMLSb que
habitualmente era descrita próxima a 5-10%26. Telechea e col. observaram que apesar do aumento do consumo
desse antibiótico não se observou um aumento concomitante nessa resistência27.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
9
É discutida a significância clínica do achado do fenótipo iMLSb em S. aureus já que a maioria das infecções por
este microrganismo requerem um curso curto de antibiótico, e em muitas dessas infecções as medidas locais
como drenagem, limpeza da infecção e uso de antibiótico tópicos são suficientes para o tratamento.
Parece prudente e é recomendado não utilizar este antibiótico em caso de apresentar S. aureus iMLSb em
infecções severas, em pacientes imunodeprimidos, tratamentos prolongados ou com evolução clínica ruim. Do
mesmo modo as recomendações de CLSI e EUCAST recomendam informar este fenótipo como resistente ou com
uma nota onde seja esclarecido que cepas resistentes podem emergir durante o tratamento.
Portanto, que o laboratório informe este fenómeno e procurar essa resistência realizando o teste D, deve formar
parte da rotina nesses microrganismos. O teste se realiza colocando discos de eritromicina e clindamicina a uma
distância de 15-20 mm. A continuação mostra-se o achatamento no halo de inibição.
Imagem 4. Teste de D onde se mostra o efeito indutor de eritromicina.
2. Lincosamidas
2.1. Mecanismo de ação
Neste grupo estão os antibióticos de importância, lincomicina e clindamicina, sendo este último o mais utilizado
na prática clínica. A lincomicina é um produto natural de algumas espécies entre as quais estão Streptomyces
lincolnensis, S. espinosus e Actinomyces roseolus, sendo clindamicina um derivado semisintético.
Concorre com macrolídeos e cloranfenicol pelo sítio ativo, a subunidade 50 s do ribossomo.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
10
Os ribossomos contêm duas subunidades de acordo com seu coeficiente de sedimentação, sendo o grande (50S)
formado por 30 proteínas e 2 cadeias de RNA (23S RNA e 5S RNA). Clindamicina liga-se à cadeia 23S.
Bloqueia a síntese de proteínas, ao inibir de forma precoce o alongamento da cadeia aminoacídica interferindo
na unidade peptidil-transferasa28. É um antibiótico bacteriostático, ativo sobre microrganismos Gram positivos,
anaeróbios (incluído Bacteroides fragilis). Carece de atividade perante bactérias Gram negativas exceto
Capnocytophaga canimorsus29.
Tem sido estudado o efeito deste antibiótico para inibir alguns fatores de virulência ao inibir a síntese proteica,
o que se apresenta como uma vantagem adicional no uso de algumas infecções30,31.
2.2. Mecanismos de Resistência
Os genes erm e a modificação do sítio alvo de ação, foram abordados previamente. Este mecanismo, tanto em
seu fenótipo induzível quanto constitutivo, resulta o mais relevante por frequência encontrado em isolados
clínicos.
Inativação enzimática:
Algumas enzimas modificadoras de lincomicinas (mais concretamente nucleotidiltransferases) foram
identificadas:
Staphylococcus haemolyticus: linA
Staphylococcus aureus: linA′
Enterococcus faecium: linB
Suspeita-se deste pouco frequente mecanismo de resistência a este grupo de antibióticos quando se observa
um fenótipo de resistência à clindamicina isolada, sem compartilhar a resistência com o grupo MLS.
Têm sido descritas em Bacilos Gram negativos, dentro de integrones de classe 1, sequencias que poderiam
corresponder com proteínas hipotéticas com uma homologia de aproximadamente 35% da
nucleotidiltransferases codificada por linB em Enterococcus faecium32
Existem algumas sequencias Lnu (atualmente conhecidas como lin) depositada nas bases de dados. Esses genes
encontram-se em plasmídeos, o primeiro extraído de uma cepa de S. aureus bovina, sequenciada de forma
completa. Tratava-se de um plasmídeo pequeno, como os observados geralmente nas bactérias Gram positivas.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
11
A replicação deste plasmídeo está composta por uma proteína iniciadora da replicação, seu sítio dentro do DNA
de origem de replicação33.
Este mecanismo de resistência à lincomicina pela inativação tem sido detectado em numerosas cepas
provenientes de amostras clínicas tanto de Staphylococcus aureus quanto de estafilococos coagulase negativos.
Para a inativação enzimática do antimicrobiano clindamicina se requer (ATP, GTP, CTP ou UTP) como doador
nucleotidyl r Mg2 + como cofator.
O mecanismo bioquímico da inativação da lincosamida foi elucidado por um grupo de pesquisadores franceses
que determinaram a estrutura da lincomicina e clindamicina inativada mediante técnicas físico-químicas,
possibilitando a formação de clindamicina 4- (5'-ciclasa). Esta enzima foi sequenciada e ingressada na base de
dados, conta com uma longitude de 161 aminoácidos e geralmente difere dos encontrados em coagulases
negativos em 14 aminoácidos únicamente34.
Também foi descrita uma bomba de efluxo em S. lincolnensis, codificada pelo gen lmrA.
Esta proteína apresentou como único substrato lincomicina, até o momento este mecanismo de resistência não
foi descrito em outras lincosamidas como clindamicina e macrolídeos35.
3. Referências
1. Cobos-Trigueros N, Ateka O, Pitart C et al. [Macrolides and ketolides]. Enferm Infecc Microbiol Clin
2009; 27: 412-8.
2. McGuire JM, Bunch RL, Anderson RC et al. [Ilotycin, a new antibiotic]. Schweiz Med Wochenschr 1952;
82: 1064-5.
3. Kannan K, Mankin AS. Macrolide antibiotics in the ribosome exit tunnel: species-specific binding and
action. Ann N Y Acad Sci 2011; 1241: 33-47.
4. Poulsen SM, Kofoed C, Vester B. Inhibition of the ribosomal peptidyl transferase reaction by the
mycarose moiety of the antibiotics carbomycin, spiramycin and tylosin. J Mol Biol 2000; 304: 471-81.
5. Schlunzen F, Harms JM, Franceschi F et al. Structural basis for the antibiotic activity of ketolides and
azalides. Structure 2003; 11: 329-38.
6. Kannan K, Kanabar P, Schryer D et al. The general mode of translation inhibition by macrolide
antibiotics. Proc Natl Acad Sci U S A 2014; 111: 15958-63.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
12
7. Wilms EB, Touw DJ, Heijerman HG. Pharmacokinetics of azithromycin in plasma, blood,
polymorphonuclear neutrophils and sputum during long-term therapy in patients with cystic fibrosis. Ther
Drug Monit 2006; 28: 219-25.
8. Iannelli F, Santagati M, Santoro F et al. Nucleotide sequence of conjugative prophage Phi1207.3
(formerly Tn1207.3) carrying the mef(A)/msr(D) genes for e ffl ux resistance to macrolides in Streptococcus
pyogenes. Front Microbiol 2014; 5: 687.
9. Davidson AL, Dassa E, Orelle C et al. Structure, function, and evolution of bacterial ATP-binding
cassette systems. Microbiol Mol Biol Rev 2008; 72: 317-64, table of contents.
10. Weisblum B. Erythromycin resistance by ribosome modification. Antimicrob Agents Chemother 1995;
39: 577-85.
11. Tait-Kamradt A, Davies T, Cronan M et al. Mutations in 23S rRNA and ribosomal protein L4 account for
resistance in pneumococcal strains selected in vitro by macrolide passage. Antimicrob Agents Chemother 2000;
44: 2118-25.
12. Seppala H, Skurnik M, Soini H et al. A novel erythromycin resistance methylase gene (ermTR) in
Streptococcus pyogenes. Antimicrob Agents Chemother 1998; 42: 257-62.
13. Leclercq R, Courvalin P. Bacterial resistance to macrolide, lincosamide, and streptogramin antibiotics
by target modification. Antimicrob Agents Chemother 1991; 35: 1267-72.
14. Berryman DI, Rood JI. The closely related ermB-ermAM genes from Clostridium perfringens,
Enterococcus faecalis (pAM beta 1), and Streptococcus agalactiae (pIP501) are flanked by variants of a directly
repeated sequence. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 1995; 39: 1830-4.
15. Brisson-Noël A, Arthur M, Courvalin P. Evidence for natural gene transfer from gram-positive cocci to
Escherichia coli. Journal of Bacteriology 1988; 170: 1739-45.
16. Di Modugno V, Guerrini M, Shah S et al. Low level resistance to oleandomycin as a marker of ermA in
staphylococci. J Antimicrob Chemother 2002; 49: 425-7.
17. Gupta A, Vlamakis H, Shoemaker N et al. A New Bacteroides Conjugative Transposon That Carries an
ermB Gene. Applied and Environmental Microbiology 2003; 69: 6455-63.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
13
18. Teuber M, Schwarz F, Perreten V. Molecular structure and evolution of the conjugative multiresistance
plasmid pRE25 of Enterococcus faecalis isolated from a raw-fermented sausage. International Journal of Food
Microbiology 2003; 88: 325-9.
19. Giovanetti E, Montanari MP, Mingoia M et al. Phenotypes and Genotypes of Erythromycin-
ResistantStreptococcus pyogenes Strains in Italy and Heterogeneity of Inducibly Resistant Strains.
Antimicrobial Agents and Chemotherapy 1999; 43: 1935-40.
20. Leclercq R. Mechanisms of Resistance to Macrolides and Lincosamides: Nature of the Resistance
Elements and Their Clinical Implications. Clinical Infectious Diseases 2002; 34: 482-92.
21. Leclercq R, Courvalin P. Bacterial resistance to macrolide, lincosamide, and streptogramin antibiotics
by target modification. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 1991; 35: 1267-72.
22. Daurel C, Huet C, Dhalluin A et al. Differences in potential for selection of clindamycin-resistant
mutants between inducible erm(A) and erm(C) Staphylococcus aureus genes. J Clin Microbiol 2008; 46: 546-50.
23. Werckenthin C, Schwarz S, Westh H. Structural alterations in the translational attenuator of
constitutively expressed ermC genes. Antimicrob Agents Chemother 1999; 43: 1681-5.
24. Watanakunakorn C. Clindamycin therapy of Staphylococcus aureus endocarditis. Clinical relapse and
development of resistance to clindamycin, lincomycin and erythromycin. Am J Med 1976; 60: 419-25.
25. Fines M, Gueudin M, Ramon A et al. In vitro selection of resistance to clindamycin related to
alterations in the attenuator of the erm(TR) gene of Streptococcus pyogenes UCN1 inducibly resistant to
erythromycin. J Antimicrob Chemother 2001; 48: 411-6.
26. Pardo L, Vola M, Macedo-Vinas M et al. Community-associated methicillin-resistant Staphylococcus
aureus in children treated in Uruguay. J Infect Dev Ctries 2013; 7: 10-6.
27. Telechea H, Speranza N, Lucas L et al. [Antibiotic consumption and antimicrobial susceptibility
evolution in the Centro Hospitalario Pereira Rossell in methicillin resistant Staphylococcus aureus era]. Rev
Chilena Infectol 2009; 26: 413-9.
28. Verdier L, Bertho G, Gharbi-Benarous J et al. Lincomycin and clindamycin conformations. A fragment
shared by macrolides, ketolides and lincosamides determined from TRNOE ribosome-bound conformations.
Bioorg Med Chem 2000; 8: 1225-43.
© Curso on-line “Interpretação do Antibiograma na prática clínica diária” 2016
14
29. Spizek J, Rezanka T. Lincomycin, clindamycin and their applications. Appl Microbiol Biotechnol 2004;
64: 455-64.
30. Dumitrescu O, Badiou C, Bes M et al. Effect of antibiotics, alone and in combination, on Panton-
Valentine leukocidin production by a Staphylococcus aureus reference strain. Clin Microbiol Infect 2008; 14:
384-8.
31. Stevens DL, Ma Y, Salmi DB et al. Impact of antibiotics on expression of virulence-associated exotoxin
genes in methicillin-sensitive and methicillin-resistant Staphylococcus aureus. J Infect Dis 2007; 195: 202-11.
32. Heir E, Lindstedt BA, Leegaard TM et al. Prevalence and characterization of integrons in blood culture
Enterobacteriaceae and gastrointestinal Escherichia coli in Norway and reporting of a novel class 1 integron-
located lincosamide resistance gene. Ann Clin Microbiol Antimicrob 2004; 3: 12.
33. Luthje P, von Kockritz-Blickwede M, Schwarz S. Identification and characterization of nine novel types
of small staphylococcal plasmids carrying the lincosamide nucleotidyltransferase gene lnu(A). J Antimicrob
Chemother 2007; 59: 600-6.
34. Brisson-Noel A, Delrieu P, Samain D et al. Inactivation of lincosaminide antibiotics in Staphylococcus.
Identification of lincosaminide O-nucleotidyltransferases and comparison of the corresponding resistance
genes. J Biol Chem 1988; 263: 15880-7.
35. Zhang HZ, Schmidt H, Piepersberg W. Molecular cloning and characterization of two lincomycin-
resistance genes, lmrA and lmrB, from Streptomyces lincolnensis 78-11. Mol Microbiol 1992; 6: 2147-57.