Trabajo Fin de Máster
“Bioindicación para el control del proceso de tratamiento
biológico de aguas residuales industriales en la EDARi de
Helados Alacant. Estudio comparativo entre esta biofauna y la
del MBR piloto de Rincón de León”
Autor: Luis Alfredo Sánchez Bello
Tutor: Dr. Ing. Arturo Trapote Jaume
Alicante – España
Julio 2013
INSTITUTO UNIVERSITARIO DEL AGUA Y DE LAS
CIENCIAS AMBIENTALES
Bioindicación para el control del proceso de tratamiento biológico de aguas residuales industriales en la EDARi de Helados Alacant. Estudio comparativo entre esta Biofauna y la del MBR piloto de Rincón de
León
Luis Alfredo Sánchez Bello Página 2
INDICE GENERAL
1. RESUMEN ................................................................................................................................................... 5
2. INTRODUCCION ......................................................................................................................................... 6
3. OBJETO Y ALCANCE DEL TRABAJO ........................................................................................................... 16
3.1. OBJETIVO GENERAL......................................................................................................................... 16
3.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS.................................................................................................................. 16
4. MATERIALES Y METODOS ........................................................................................................................ 17
4.1. DESCRIPCION DE MATERIALES ........................................................................................................ 17
4.2. METODOLOGIA ............................................................................................................................... 18
4.2.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO ACTIVO ................................................................ 18
4.2.2. ESTIMACION DE LA CANTIDAD DE MICROORGANISMOS FILAMENTOSOS EN FANGOS ACTIVOS ................................................................................................................................................ 23
4.2.3. IDENTIFICACION DE MICROORGANISMOS FILAMENTOSOS .................................................. 24
5. RESULTADOS Y DISCUSION ...................................................................................................................... 39
5.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO ...................................................................................... 39
5.1.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS ALACANT ...................................... 39
5.1.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON DE LEON ............................. 42
5.2. EVALUACION CUALITATIVA Y CUANTITATIVA DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ............................... 43
5.2.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS ALACANT ...................................... 43
5.2.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS PILOTO DE RINCON DE LEON ............................................. 46
5.2.3. DESCRIPCION DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ENCONTRADAS .............................................. 46
5.3. EVALUACION CUANTITATIVA Y CUALITATIVA DE PROTOZOOS Y METAZOOS ............................... 49
5.3.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS ALACANT ...................................... 49
5.3.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON DE LEON ............................. 51
5.3.3. DESCRIPCION DE ORGANISMOS REPRESENTATIVOS ENCONTRADOS ................................... 51
5.4. ESTUDIO COMPARATIVO Y CORRELACION DE DATOS .................................................................... 55
6. CONCLUSIONES ........................................................................................................................................ 59
7. BIBLIOGRAFIA .......................................................................................................................................... 60
8. ANEXOS .................................................................................................................................................... 61
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INDICE DE FIGURAS
FIGURA 2.1. DIAGRAMA DEL FLUJO DEL PROCESO DEPURADORA H.A. ............................................................. 8
FIGURA 2.2. DIAGRAMA DE FLUJO ESQUEMÁTICO DE LA PLANTA PILOTO MBR RINCÓN DE LEÓN ........................ 14
FIGURA 2.3. TANQUE DE MEMBRANAS ...................................................................................................... 14
FIGURA 2.4. TANQUE DE MEMBRANAS DE FIBRA HUECA. .............................................................................. 15
FIGURA 5.1. NOSTOCOIDA LIMICOLA I. 1000X, CAMPO CLARO. REPUESTA GRAM +. ........................................ 47
FIGURA 5.2. TIPO 0211. 1000X, CAMPO CLARO. RESPUESTA GRAM - ........................................................... 47
FIGURA 5.3. NOSTOCOIDA LIMICOLA II. 1000X, CAMPO CLARO. ................................................................... 48
RESPUESTA GRAM - ............................................................................................................................... 48
FIGURA 5.4. TIPO 0041. 1000X, CAMPO CLARO. RESPUESTA GRAM – .......................................................... 48
FIGURA 5.5. MICROTHRIX PARVICELLA. 1000X, CAMPO CLARO. RESPUESTA GRAM + ....................................... 49
FIGURA 5.6. ARCELLA SP. 400X, CAMPO CLARO .......................................................................................... 52
FIGURA 5.7. CARCHESIUM POLYPINUM. 200X, CAMPO CLARO ...................................................................... 52
FIGURA 5.8. EPISTYLIS SP. 400X, CAMPO CLARO ......................................................................................... 53
FIGURA 5.9. ASPIDISCA CICADA. 400X, CAMPO CLARO ................................................................................ 53
FIGURA 5.10. ROTARIA SP. 100X, CAMPO CLARO ....................................................................................... 54
FIGURA 5.11. LECANE SP. 200X, CAMPO CLARO ........................................................................................ 54
FIGURA 5.12: NEMATODOS. 100X, CAMPO CLARO .................................................................................... 55
FIGURA 5.13: ANÉLIDO. 100X, CAMPO CLARO. .......................................................................................... 55
FIGURA 5.14: REPARTO PORCENTUAL PROTOZOOS Y METAZOOS MBR HELADOS ALACANT¡ERROR! MARCADOR NO DEFINIDO.
FIGURA 5.15: REPARTO PORCENTUAL PROTOZOOS Y METAZOOS MBR RINCÓN DE LEÓN ................................. 58
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INDICE DE TABLAS
TABLA 4. 1: VALORACIÓN DEL ÍNDICE DE FANGO......................................................................................... 21
TABLA 4. 2: CATEGORÍAS DE ÍNDICE DE FANGOS ......................................................................................... 22
TABLA 4.3: CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS IDENTIFICATIVAS PARA BACTERIAS FILAMENTOSAS ....................... 24
TABLA 4.4: CARACTERÍSTICAS APLICABLES A TINCIONES PARA IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ........ 25
TABLA 4.5: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS MOVILES ...................................................................... 286
TABLA 4.6 A: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CREADORAS DE TURBIDEZ .............................................. 27
TABLA 4.6 B: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CREADORAS DE TURBIDEZ .............................................. 28
TABLA 4.7 A. CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM .............. 29
TABLA 4.7 B: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM ............ 300
TABLA 4.8 A: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............. 311
TABLA 4.8 B: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DE TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............... 322
TABLA 4.8 C: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............. 344
TABLA 4.8 D: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS CON DIÁMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM ............ 355
TABLA 4.9: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS DE ASPECTO RAMIFICADO. .............................................. 366
TABLA 4.10: CLAVE IDENTIFICATIVA PARA BACTERIAS QUE NORMALMENTE ACUMULAN GRÁNULOS DE AZUFRE. .. 377
TABLA 5.1: CARACTERISTICAS MACROSCÓPICAS H.A. PONDERACIÓN ASIGNADA .............................................. 39
TABLA 5.2 A: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS H.A. PONDERACIÓN ASIGNADA .......................................... 400
TABLA 5.2 B: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS H.A. PONDERACIÓN ASIGNADA........................................... 411
TABLA 5.3 : CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS R.L. PONDERACIÓN ASIGNADA ............................................. 422
TABLA 5.4 A: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS R.L. PONDERACIÓN ASIGNADA ........................................... 422
TABLA 5.4 B: CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS R.L. PONDERACIÓN ASIGNADA ........................................... 433
TABLA 5.5: BACTERIAS FILAMENTOSAS MBR H.A. .................................................................................... 433
TABLA 5.6: BACTERIAS FILAMENTOSAS MBR R.L. ..................................................................................... 466
TABLA 5.7: PROTOZOOS Y METAZOOS MBR H.A ........................................................................................ 49
TABLA 5.8. PROTOZOOS Y METAZOOS MBR R.L ....................................................................................... 511
TABLA 5.9: COMPARACIÓN DE DATOS ANALÍTICOS CON LAS CATEGORÍAS OBTENIDAS MBR HELADOS ALACANT .. 566
TABLA 5.10: COMPARACIÓN DE DATOS ANALÍTICOS CON LAS CATEGORÍAS OBTENIDAS MBR PILOTO RINCÓN DE
LEÓN ........................................................................................................................................... 57
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1. RESUMEN
En el presente trabajo se describen actividades realizadas para aplicar la
bioindicación para el e proceso de tratamiento biológico de aguas residuales
en la EDARi de Helados Alacant, y en el MBR Piloto de Rincón de León, para
su posterior comparación.
Para aplicar ésta técnica de control, se realizó una valoración de la calidad del
fango, aplicando el Índice de Fangos, el cual categoriza la calidad del fango a
través de la observación de las características macroscópicas y microscópicas
del mismo en cada una de las observaciones.
Posteriormente, se realizó un análisis cualitativo y cuantitativo de bacterias
filamentosas, así como también de protozoos y metazoos presentes en las
muestras. Para conseguir este objetivo, se utilizaron diferentes métodos y
técnicas para el conteo e identificación de los microorganismos, como la
observación microscópica a diferentes aumentos y campos (a campo claro y
contraste de fase); la técnica aplicada de conteo de filamentosas, descrita por
Estévez et al; la aplicación de una tinción diferencial, como la de Gram para
este caso; el conteo de protozoos y metazoos en cámaras de conteo
Neubauer.
La toma de muestras y posterior análisis microbiológico se llevó a cabo en un
intervalo de tiempo de 6 semanas, con una frecuencia de muestreo de 3 tomas
por semana, para el caso del MBR de Helados Alacant, y una por semana para
el caso del MBR Piloto de Rincón de León.
Al finalizar el estudio, se puede constatar que los resultados obtenidos, poseen
una fiabilidad alta, debido a que se correlacionan directamente de forma
coherente con las condiciones generales de trabajo en cada una de las plantas,
lo que nos permite concluir que la bioindicación es una herramienta sencilla y
de fácil aplicabilidad, apta para realizar un control complementario en
estaciones depuradoras, tanto industriales como urbanas.
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2. INTRODUCCION
El estudio de los microorganismos implicados en la depuración biológica de
aguas residuales comienza en el momento que se definen equipos para este
fin.
La concentración de microorganismos dentro de un recinto de aireación, para
que realicen la degradación de la materia orgánica presente en el agua
residual, mediante su metabolismo, implica el desarrollo de comunidades y
cadenas tróficas complejas.
Los primeros estudios profundos de identificación de estos microorganismos,
(bacterias y protozoos fundamentalmente), datan de la década de los 60,
(Curds en protozoos y Eikelboom en bacterias) y desde entonces estos
estudios se han ido desarrollando, tanto a nivel de taxocenosis como de
significación ecológica aplicable al control de los mecanismos depuradores. Sin
embargo, el conocimiento de estas técnicas se encuentra reducido a una elite
de profesionales, pero no son de divulgación general entre los técnicos
encargados de la explotación de estaciones depuradoras de aguas residuales.
El uso generalizado de este tipo de análisis en las estaciones depuradoras con
tratamiento biológico, permitirá una optimización de los procesos, así como un
mejor control del vertido, lo cual repercutirá en la mejora del medio ambiente,
tanto a nivel de ahorro energético, como de mejora sustancial de la calidad del
agua tratada en las estaciones de tratamiento de aguas residuales (Técnicas
de bioindicación en depuradoras de aguas residuales, 2002).
Los biorreactores de membrana (BRM) (reactor biológico + MF/UF) se incluyen
en las denominadas tecnologías de membrana, las cuales han experimentado
un gran desarrollo en la última década. La aplicación de estas tecnologías
permite la separación del licor de mezcla (fango) y el agua depurada mediante
membranas, obteniendo ventajas importantes frente a los procesos
convencionales de depuración de aguas residuales, tales como mayor calidad
del agua tratada, posibilidad de operar con altas concentraciones de biomasa,
baja producción de fangos, (inhibición del crecimiento de bacterias
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filamentosas que tampoco serían un problema ya que no hay etapa de
decantación) y tamaño compacto de la planta.
El aumento de la demanda de agua unido a la escasez de la misma, ha
impulsado la implantación de estos sistemas, empleándose tanto para aguas
residuales industriales como para aguas urbanas, especialmente en aquellos
casos en que se plantea la posibilidad de reutilización de agua (Moro, 1998).
Helados Alacant
La depuradora de Helados Alacant está diseñada para tratar un caudal de agua
de 400 m3/día. Consta de las siguientes etapas que se detallan a continuación:
Pozo de bombeo. Punto donde recibe el agua de proceso a la planta. Está
situado en el patio exterior. En él se encuentran las bombas que impulsan el
agua hacia la depuradora y consta de: cesta de gruesos y reja de gruesos.
Pretratamiento. Consta de un tamiz rotativo y un separador de grasas
Homogeneización. Se regula el pH del agua de entrada, además de
mezclar el agua, el depósito está aireado.
DAF. Es un flotador de aire por difusión basado en la inserción de micro
burbujas de aire.
Reactor biológico. Se trata de un depósito aireado con la presencia de una
zona anóxica, dispone de agitador y de bombas de recirculación.
MBR. Consta de membranas, bombas de aspiración, soplante y equipo de
limpieza.
Línea de fangos. En la línea de fangos tenemos el siguiente proceso:
acumulación y estabilización química en el depósito, espesador de fangos,
centrífuga y tolva.
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Figura 2.1. Diagrama del Flujo del Proceso Depuradora H.A.
Línea de Agua del proceso de la EDARI Helados Alacant
Pozo de bombeo
El pozo de bombeo recibe el agua procedente del procesado de elaboración
del helado de la planta y las aguas grises y negras procedentes de los
sanitarios de la planta.
En el pozo de bombeo se distinguen dos cámaras; la primera recibe toda el
agua procedente de la fábrica, y en la segunda se halla un sistema de bombas,
mandando el agua bombeada al tamizado y al desengrasador.
El pozo dispone de rebose de seguridad que debe evitar usarse en todo
momento, pues conduce el agua residual directamente a vertido sin pasar por
el proceso depurativo.
El pozo está equipado con unas rejas de desbaste situadas entre las dos
cámaras, y de una cesta sumergida cuya finalidad es recoger los sólidos
flotantes de gran tamaño que quedan atascados en la reja de desbaste y que
podrían dañar las bombas del pretratamiento.
Pretratamiento
- Rototamiz
El agua de entrada a la planta tiene unos niveles altos de contaminación
aproximadamente (DQO 15.000 mg/L, DBO5 2.000 mg/L), dicha materia
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se encuentra en suspensión, por lo que un proceso de separación físico como
es el rototamiz es de gran efectividad en estos casos. Este proceso de
tamizado tiene como finalidad retirar gruesos pero sobretodo es un desbaste de
finos con paso de < 1 mm del agua de aporte al proceso de depuración
propiamente dicho.
Los sólidos separados por el rototamiz caen desde el dispositivo rascador en
toda la longitud del cilindro filtrante, al tornillo compactador, los residuos sólidos
separados en este proceso son: almendras, coco, piña, palos de helado entre
otros, estos residuos son equiparables con RSU (residuos sólidos urbanos) y
son tratados como tal a través de gestores registrados dando una disposición
final en vertederos autorizados
- Desengrasador
Esta unidad está diseñada para la eliminación de flotantes por medios
mecánicos., se recibe el fluido en el desengrasador disponiéndolo de tal
manera, que permite la formación de una alfombra de grasa en la superficie
longitudinal del tanque. Se dispone también de dos difusores de aire en el
fondo, que favorecen la suspensión de las grasas a la superficie, la cual es
retirada fuera del mismo por un mecanismo barredor.
El depósito ubicado en la parte posterior del tanque de retención recibe las
aguas claras y las conduce al exterior, al depósito de homogeneización. Las
grasas y flotantes arrastrados van a parar a un compartimento donde por
gravedad caen al depósito de recogida de grasas.
- Tanque de homogenización
En esta cámara se homogeniza el agua y se dosifica, si fuese necesario, ácido
y/o base para el control del pH, de gran importancia tanto para mantener un
buen rendimiento del proceso, como para que el agua clarificada entre al
reactor biológico con un pH adecuado para los microorganismos. El tanque
dispone de una soplante para asegurarse la oxigenación a una razón de 50
m³/h.
- DAF
El DAF es un sistema de flotación para la separación de contaminantes
específicos en agua de seguridad. Su funcionamiento se basa en la Flotación
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por aire disuelto, el agua residual llega aquí desde el tanque de
homogenización.
El agua dentro de esta unidad es presurizada (aproximadamente 4 bares) y
saturada con aire. Bajo presión el aire se disolverá en el agua, generando así el
“agua blanca”. El agua blanca es inyectada al agua procedente de
homogeneización a su entrada a la DAF. En este punto se produce la
despresurización del agua (su efecto visual es el de un líquido lechoso), dando
lugar a la expansión del aire; obteniendo finas burbujas que se adhieren
fácilmente a los flóculos dándoles flotabilidad. El agua limpia sale por rebose al
vertedero y de ahí es conducida al reactor biológico.
Los flóculos flotados son arrastrados por unos brazos y descargados en el
depósito de fangos.
Reactor biológico
El reactor biológico es el corazón de la planta, donde el objetivos que persigue
es la eliminación o reducción de la contaminación orgánica mediante la
intervención de microorganismos que actúan sobre la materia orgánica e
inorgánica, suspendida, disuelta y coloidal existente en el agua residual,
consiguiendo una “separación sólido-líquido” que puede separarse fácilmente,
en el reactor se tiene la presencia de una parte anóxica donde se desarrollan
las fases de nitrificación y des-nitrificación en paralelo, el nitrógeno debe
eliminarse para evitar la eutrofización o su toxicidad a elevadas
concentraciones para la vida acuática. La primera consideración a tener en
cuenta es la concentración de oxígeno disuelto en el agua. Dicha concentración
ha de encontrarse entre 1 y 2 mg/L. Para conseguir mantener la concentración
de oxígeno constante, se emplean tres soplantes de 2300 m³/h que airean el
reactor a través de 1000 difusores de aire dispuestos en dos parrillas situadas
en el fondo del tanque.
Para conseguir que haya una adecuada circulación y remoción de agua dentro
del reactor biológico se dispone de un agitador. Este agitador evita también una
decantación del licor mezcla.
Cuando la concentración de sólidos en suspensión de las analíticas resultantes
del biológico es mayor que 8 g/l surge la necesidad de purgar. Para ello se
dispone de las bombas de purga, que aspiran el agua del fondo del reactor
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biológico. De la corriente recirculada extraemos la cantidad de fangos en
exceso que sea necesaria para que la concentración del biológico permanezca
aproximadamente constante en el valor deseado.
En el reactor biológico es importante tener controlado el pH y debe estar
comprendido entre 6 y 9.
Filtración con membranas
Dentro del reactor biológico están ubicadas las membranas. Estas membranas
separan el agua limpia del licor-mezcla por la acción de las bombas de succión.
El MBR tiene de 4 módulos, cada módulo tiene dos element block compuesto
de 100 membranas c/u, con un total de 800 membranas, el sistema funciona
mediante el uso de 2 bombas de succión, el agua es filtrada a través de las
membranas, y el agua obtenida, es decir el agua de permeado se envía a
tratamiento terciario.
El sistema funciona según un ciclo programable: las bombas están trabajando
durante un tiempo, siempre 9 minutos, y descansando durante otro tiempo,
normalmente 1 minuto, momento en el que se realiza una limpieza de las
membranas, el sistema limpia los conductos de aire cada 12 horas.
El sistema necesita un aporte continuo de aire 100 Nm³/h*módulo, que se
realiza con una soplante y se regula mediante una válvula automática.
Es importante mencionar los siguientes conceptos:
- Caudal: de 4 – 4.5 m³/h*módulo
- Flujo: si SST > 8 g/L > 16 L/m²*h si SST ≤ 8 g/L > 8 L/m²*h
- Permeabilidad: 100 - 300 L/m²/h/bar, que indique cuando debe realizarse
la limpieza química
Para el caso del ensuciamiento de membranas identificado plenamente por el
valor de turbidez elevado en el agua de permeado, podemos notarlo también
debido a la presión de succión requerida dado que ésta aumenta y debido a la
permeabilidad < 100 L/m²/h/bar. Para llevar a cabo la limpieza química, se llena
un tanque de agua de 3 m³ de capacidad y se introducen 20 L de hipoclorito
sódico, es decir por cada 3 m³ de agua de añaden 20 L de hipoclorito sódico,
una vez lleno, se hace un juego de válvulas para proceder a la limpieza de un
módulo de membranas de los 4 existentes, es decir la limpieza se realiza por
cada element block permitiendo que la solución llegue a toda la superficie de
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las membranas. Se espera aproximadamente una hora para que la limpieza
química sea efectiva y pasado ese tiempo, se vuelven a abrir las válvulas
continuando con el funcionamiento normal.
Tratamiento terciario
El agua que sale del proceso de la EDARI, es decir el agua procedente del
proceso de permeado pasa a un tratamiento terciario destinado a eliminar la
materia en suspensión del afluente secundario, mediante una filtración directa
(filtro de arena), y a desinfectar completamente el efluente mediante la adición
de cloro líquido. Este proceso de tratamiento constituye propiamente la fase de
regeneración del agua residual de la EDARI Helados Alacant.
Línea de Fangos del proceso de la EDARI Helados Alacant
Estabilización
El objetivo de la estabilización es reducir el contenido de la materia volátil a fin
de hacer el residuo menos putrescible y más estable. Esta estabilización se la
realiza en un depósito de 125 m³ de capacidad de forma química por elevación
del pH mediante la adición de cal.
Espesamiento
El espesado tiene como objetivo fundamental reducir el volumen del fango (y
por tanto aumentar su concentración) para favorecer su posterior
deshidratación del 2 – 3 % de sequedad obtenida.
Los fangos procedentes del tratamiento físico-químico, concretamente del
flotador DAF, y los correspondientes a las purgas del reactor biológico son
enviados a un depósito de fangos y posteriormente a un espesador rotativo.
Acondicionamiento
El acondicionamiento tiene como objeto desestabilizar la suspensión que forma
el fango con el agua y hacer factible su secado mecánico, es decir es la adición
de polielectrolito (catiónico)
Desde el depósito de fangos se bombea el agua hasta un espesador rotativo. A
la entrada del fango al espesador o tambor rotativo se añade polielectrolito
catiónico, favoreciéndose de este modo la formación de los flóculos, La
preparación de poli-electrolitos se lleva a cabo, mezclando el reactivo con agua
en una máquina con un sistema de agitación y mezcla.
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Deshidratación
Los fangos ya espesados, son sometidos a una separación mediante
centrífuga, obteniéndose por un lado una fase acuosa, y por otro una torta. Los
fangos sólidos obtenidos, son transportados mediante un tornillo sinfín a una
tolva.
En esta etapa y para producir la deshidratación, se le añade a los fangos una
preparación de polielectrolito catiónico.
Los fangos tratados procedentes de la EDARI que previamente han reducido
su masa y volumen son un producto estable y que es aprovechado, estos lodos
(biosólidos) son reutilizados en aplicaciones agrícolas, forestales o degradados
de los campos de Monforte, dado que es un lodo enriquecido con materia
orgánica debido a su procedencia, idóneo para los suelos del sector. Helados
Alacant, responsable de la gestión de los lodos lo hace a través de la empresa
CESPA, empresa que prestar servicios medioambientales de recogida de
residuos (Carrillo 2011).
Planta piloto MBR Rincón de León
La figura 3 muestra un diagrama de la planta piloto empleada para la
investigación. Se encuentra ubicada en la planta de tratamiento de aguas
residuales (EDAR) "Rincón de León", en Alicante. La planta dispone de 4
tanques principales (desnitrificación o anóxico, reactor biológico, tanque de
membranas planas y tanque de membranas de fibra hueca), cuya capacidad
máxima es de 11.000 litros. Consta de dos sistemas de membranas: uno de
membrana plana (MP) de la empresa Kubota y otro de membrana de fibra
hueca (FH) de la empresa Porous Fibers. El tanque de MP (Figura 4a) se
compone de dos módulos de filtración con 10 unidades (LF10) cada uno, con
un área total de 16 m2(0,8 m2/membrana) y un caudal nominal de 400 L/h. El
tanque de FH (Figura 4b) está compuesto por 4 módulos de filtración (Micronet
R), con un área total de 20 m2 (5 m2/módulo) y un caudal nominal de filtración
de 400 L/h. Las dos membranas tienen un tamaño nominal de poro de 0,4
micras.
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La aireación en ambos tanques de membrana (burbuja gruesa) fue
proporcionada mediante un sistema de aire comprimido a través de sendas
parrillas de aireación colocadas en la parte inferior de las membranas. Por su
parte, para suministrar el oxígeno necesario en el tanque biológico (burbuja
fina) se empleó un sistema de difusores instalados en la base del tanque. El
oxígeno disuelto en este depósito fue controlado con un variador de frecuencia
y una sonda de oxígeno disuelto. El funcionamiento de la bomba de entrada a
la planta se controló mediante un sistema de boyas de nivel en los tanques de
membrana. El permeado (agua tratada) en ambas líneas se obtuvo a través de
las membranas mediante una bomba de succión en cada tanque.
Figura 2.2. Diagrama de flujo esquemático de la planta piloto MBR Rincón de León
planas.
Figura 2.3. Tanque de membranas
TANQUE DESNITRIFIC
ACIÓN
DECANTADOR
PRIMARIO
LIMPIEZA IN
SITU
MEMBRANA FIBRA
HUECA
TANQUE
AIREACIÓN
PERMEADO
C.L.
RECIRCULACIÓN
PU
R
GA
L: Tanque limpieza C.L.: Tanque contralavado L.M: Tanque limpieza de mantenimiento
LODO DECANTADOR
SECUNDARIO
L.M.
15% 85%
MEMBRANA
PLANA
L.
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Figura 2.4. Tanque de membranas de fibra hueca
Para el control y adquisición de datos de la planta se instaló un controlador
lógico programable (PLC – Programmable logic controller) que recogía datos
de todas las variables de control del sistema, como la presión transmembrana
(PTM), temperatura y oxígeno disuelto entre otras. El programa detiene la
filtración cuando la PTM alcanza el valor máximo de 0,3 bar para las MP y 0,55
bar para las membranas de FH.
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León
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3. OBJETO Y ALCANCE DEL TRABAJO
3.1. OBJETIVO GENERAL
El objetivo general de este proyecto es aplicar la bioindicación para el control
del proceso biológico de tratamiento de aguas residuales en el MBR de
Helados Alacant y llevar a cabo un estudio comparativo con la microfauna del
MBR piloto de Rincón de León.
3.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS
Evaluar la calidad del fango. Caracterización macroscópica y microscópica
del fango activo. Índice de fangos.
Identificar las diversas clases de bacterias filamentosas presentes en ambos
MBRs a lo largo del estudio.
Cuantificar en cada muestra el número total de bacterias filamentosas
Identificar y cuantificar la población de protozoos y metazoos en el proceso
de depuración biológica.
Correlacionar los datos obtenidos y realizar un estudio comparativo entre
ambos casos, en base a condiciones y/o parámetros conocidos durante el
tiempo de estudio.
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4. MATERIALES Y METODOS
4.1. DESCRIPCION DE MATERIALES
- Microscopio óptico.
Las observaciones se llevaran a cabo en un microscopio óptico Zeiss (modelo
Axioscope 2), a diferentes aumentos según se precise. Las técnicas
microscópicas usadas serán las de campo claro y contraste de fases, según
requerimiento.
- Cámara de Neubauer
Para el conteo de bacterias filamentosas, se utilizará el método usado por
Estévez et al., éste se basa en el conteo del número de intersecciones de los
filamentos con las líneas la cuadrícula demarcada en una cámara de
Neubauer. Para la cuantificación de protozoos y metazoos se realizará un
conteo sobre la misma cámara, en la cual contamos con una superficie y un
volumen conocido de muestra.
En el retículo central, la cámara de Neubauer posee un cuadrado primario que
contiene nueve cuadrados secundarios cada uno de ellos divididos a su vez en
16 cuadrados terciarios, el cuadrado central contiene 25 cuadrados, cada uno
de ellos dividido a su vez en 16 cuadrados cuaternarios, éste último tiene una
superficie de 1mm2, en el cual se realiza la valoración tanto de bacterias
filamentosas, como de protozoos y metazoos.
- Reactivos para tinción de Gram
La tinción de Gram, es una técnica de tinción diferencial que permite distinguir
entre bacterias Gram + y Gram -, en función del grado de permeabilidad de las
paredes celulares al disolvente aplicado durante la tinción. Los filamentos Gram
+ se observan de color azul – violeta, y los Gram – de color rosado. Los
reactivos a utilizar son: Cristal de Violeta al 10% (p/v) en etanol, Lugol,
Safranina al 2.5% (p/v) en etanol, y solución decolorante (acetona).
- Material de laboratorio
Se utilizaron materiales de uso habitual en laboratorio, como micropipetas,
portaobjetos, cubreobjetos, probetas, vasos precipitados.
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4.2. METODOLOGIA
En el presente estudio se realizó la valoración del fango activo, así también se
identificó y cuantificó la microfauna presente en el reactor biológico de la
EDARi de Helados Alacant durante un tiempo aproximado de 6 semanas, con
una frecuencia de tres tomas de muestra por semana. La toma de muestra del
MBR piloto de Rincón de León, se llevó a cabo semanalmente de forma
simultánea.
4.2.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO ACTIVO
Para realizar la valoración tanto macroscópica como microscópica del fango en
este estudio, se basó en lo indicado en el “Manual Práctico para el Estudio de
Grupos Bioindicadores en Fangos Activos”, del Grupo de Bioindicación Sevilla.
4.2.1.1. CARACTERISTICAS MACROSCOPICAS
La valoración de las características macroscópicas del fango activo se realiza a
través del ensayo de la V30, que determina la cantidad de fango activado que
decanta en una probeta pasados treinta minutos. Se analizaran tanto las
propiedades del proceso de decantación como las características del
clarificado. Se valoran las siguientes características:
1. Turbidez del clarificado
- Alta: pobre visibilidad a través de la probeta
- Media: media visibilidad a través de la probeta
- Baja: buena visibilidad a través de la probeta
2. Flóculos en suspensión en el clarificado
- Alta: abundancia de microflóculos
- Media: presencia de microflóculos
- Baja: prácticamente ausencia de microflóculos
3. Sedimentabilidad del fango
- Alta: la mayor parte del fango decanta en los 10 primeros minutos del
ensayo y el fango está muy compactado
- Media: la mayor parte del fango decanta entre 10-20 minutos y se observa
un ligero esponjamiento
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- Baja: la mayor parte del fango decanta después de 20 minutos y se
observa un claro esponjamiento
4. Olor: Característica macroscópica del fango activado que se define como
correcto o incorrecto. Por ejemplo, un olor incorrecto podría darse por un
vertido puntual a la planta, o condiciones de septicidad
El máximo valor obtenido por las características macroscópicas es de 30 sobre
100. La turbidez se mide, colocando un objeto detrás de la probeta y viendo si
se aprecian la figura del mismo. La clasificación se determina de la siguiente
manera: si el objeto se ve claramente, turbidez baja; si no se ve a detalle el
objeto de referencia, la turbidez es media; y por último, si el objeto no se
distingue, estamos hablando de una turbidez alta.
4.2.1.2. CARACTERISTICAS MICROSCOPICAS
El conjunto de características microscópicas que se recogen a continuación se
refieren al examen del estado morfológico y estructural del flóculo de fango
activo (forma, tamaño, estructura, textura, cobertura, etc.) y al examen del
componente biótico del "ecosistema fango activo", representado por las
poblaciones de bacterias filamentosas y de protozoos (principalmente ciliados).
La evaluación de estas características proporciona información sobre las
propiedades de decantación y compactación del fango activo durante la fase de
clarificación del licor mezcla, así como el nivel y estado de colonización de la
microfauna, lo que se traduce indirectamente al grado de actividad biológica del
proceso depurador.
1. Forma del flóculo: característica que define la morfología externa del flóculo
como regular si aparece de forma redondeada e irregular si difiere de esta
configuración.
2. Tamaño del flóculo:
-Pequeño: tamaño menor de 150 μm
-Medio: tamaño entre 150 y 500 μm (incluidos ambos valores)
-Grande: tamaño mayor de 500 μm
3. Estructura del flóculo:
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-Compacto: no existen prácticamente huecos en la estructura interna del
flóculo.
-Medio: se detectan algunos huecos
-Abierta: existen bastantes huecos dentro del flóculo que rompen la unidad
interna.
4. Textura del flóculo: característica que alude al grado de cohesión entre las
partículas que forman el flóculo, estableciéndose las categorías "fuerte" y
"débil" en función a la sustancia o presencia de disgregación de los
flóculos, respectivamente, tras punción sobre el cubreobjetos
5. Cobertura: característica que valora si la unión de todos los flóculos
presentes en el ocular de 10X cubre menos del 10% de su superficie, del
10-50% o más del 50%.
6. Filamentos en el flóculo:
- Menos de 5 filamentos/flóculo
- Entre 5-20 filamentos/flóculo (incluidos ambos valores)
- Más de 20 filamentos/flóculo.
7. Filamentos en disolución: característica que cuantifica la existencia de
filamentos libres entre los espacios interfloculares del licor mezcla. Si no
son observables será, "baja" (categoría bacteriana <2), mientras que si se
observan normalmente, será "alta" (categoría bacteriana >2). La categoría
bacteriana > 2 se define como "abundancia de algún filamento”.
8. Diversidad de protozoos:
- Menos de 4 especies
- De 4-7 especies (incluidos ambos valores)
- Más de 7 especies
La información obtenida, tanto del estudio microscópico como del ensayo de
decantación (V30), dan lugar a una puntuación final del índice de fangos, como
se observa en la Tabla 4.1 a continuación.
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Tabla 4. 1. Valoración del Índice de Fango
Características macroscópicas
Turbidez
Alta 0
Media 4.5
Baja 9
Flóculos en suspensión
Alta 0
Media 4.5
Baja 9
Sedimentabilidad
Alta 9
Media 4.5
Baja 0
Olor
Correcto 3
Incorrecto 0
Características Microscópicas
Forma
Regular 4
Irregular 0
Tamaño
Grande 4
Medio 7
Pequeño 0
Estructura
Compacta 18
Media 9
Abierta 0
Textura
Fuerte 4
Débil 0
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Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
De acuerdo a la puntuación obtenida, se clasifica luego en base a la siguiente tabla.
Tabla 4. 2. Categorías de Índice de Fangos
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008 Elaboración: Propia
Cobertura
< 10% 0
10 – 50% 7
> 50% 3.5
Filamentos en flóculos
> 20 0
5 – 20 7
< 5 14
Filamentos en
disolución
Alta 0
Baja 3
Diversidad de
protozoos
> 7 especies 13
4 – 7 especies 7
< 4 especies 0
ÍNDICE DE FANGOS TOTAL
INDICE DE FANGOS
0 – 20 pésimo
20 – 40 malo
40 – 60 regular
60 – 80 bueno
80 – 100 óptimo
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4.2.1.3. FORMATO DE RECOGIDA DE DATOS
Para realizar el levantamiento de datos, se prepararon formatos específicos
para plasmar los datos obtenidos.
Los formatos utilizados se observan en el Anexo 1.
4.2.2. ESTIMACION DE LA CANTIDAD DE MICROORGANISMOS
FILAMENTOSOS EN FANGOS ACTIVOS
Esta técnica de recuento de microorganismos filamentosos del fango activo,
establecida en Estévez et al, se presenta como un método de determinación de
filamentos, sencillo y compatible con la explotación de una EDAR, ya que no
consume mucho tiempo. Al igual que los métodos tratados con anterioridad,
éste se basa una vez más en el conteo del número de intersecciones de los
filamentos con las líneas de una cuadrícula. La cuadrícula utilizada es una
cámara de recuento Neubauer, al ser más asequible que un ocular con una
cuadrícula grabada. Sólo se van a contar las intersecciones con los cuadros de
las diagonales centrales. Hay que decir, que este método fue concebido como
una técnica de recuento cuantitativa de bacterias filamentosas, para optimizar
el uso del hipoclorito sódico en sistemas de fangos activos, con problemática
de esponjamiento de fangos. La observación de muestras se realiza in vivo, sin
prensar ni teñir.
El procedimiento a seguir es el que se describa a continuación.
1º Transferir un volumen conocido de muestra de fango activo bien
mezclado, a la cámara de Neubauer.
2º Se cuenta el número de intersecciones con cada uno de los lados de los
20 cuadrados pequeños que forman una de las diagonales del cuadrado
central. Con el objetivo de 200 aumentos y contraste de fases, realizar el
recuento de la muestra in vivo.
3º El último paso es sumar el número de intersecciones observadas en todos
los campos examinados, para finalmente obtener el resultado del recuento
aplicando las siguientes fórmulas.
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L = Longitud de filamentos
n = número de intersecciones
r = número de recuentos
V = volumen de muestra (1 µL)
F = 10,5
A = área del cuadrado central de la cámara de Neubauer (1 mm2)
l = Σ perímetros de los cuadrados de la diagonal
Reemplazando los datos conocidos se resume:
En el segundo cálculo, se tiene en cuenta el área total observada, longitud total
de transecto sobre el que se realiza el recuento (suma de perímetros de los
cuadrados pequeños) y se extrapola al número total de cuadrados pequeños
del cuadrado grande central, de la cámara de Neubauer (F=10,5).
4.2.3. IDENTIFICACION DE MICROORGANISMOS FILAMENTOSOS
La clave de filamentos se ha diferenciado en función de las características
físicas más notables. Es por eso que se especifican las características en las
siguientes tablas.
Tabla 4.3. Características morfológicas identificativas para bacterias filamentosas
CARACTERISTICAS MORFOLÓGICAS
Forma del Filamento Recto/ligeramente
curvo/torcido/irregular/enrollado/micelial
Color del filamento Transparente/ opaco/oscuro
Localización del Filamento Flocular/extendiéndose desde el floculo
/extraflocular
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Crecimiento epifitico Detección de la aparacion y el grado
Septos celulares Detección
Constricciones celulares Detección
Dimensiones Longitud/ diámetro
Forma celular Cuadrada/rectangular/oval/en
tonel/discoidal/bacilar/coco
Dimensiones celulares Longitud y diámetro
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.4. Características aplicables a tinciones para identificación de bacterias filamentosas
Tinción de Gram Positiva/negativa/variable
Tinción de Neisser Positiva/negativa
Gránulos Neisser Positiva/negativa
Granulo PHB Positiva/negativa
Tinción Vaina Ausencia/presencia
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.5. Clave identificativa para bacterias móviles
Característica
predominante
MOVIL
Bacteria
filamentosa
Flexibacter SP. Beggiators SP: Cianophicea
Tinción Gram - +
-
+
-
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
Tinción Neisser
gránulos
- + -
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Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Otras inclusiones
celulares
PHB PIGMENTOS
Diámetro tricoma
(µm)
1 1-3 2-5
Longitud tricoma
(µm)
20-100 100-500 100-1000
Morfología tricoma RECTOS/POCO
CURVADOS
RECTOS/POCO
CURVADOS
RECTOS
Localización
tricoma
LIBRE LIBRE LIBRE
Septos celulares
visibles
NO SI SI
Constricciones
septos celulares
NO NO SI
Vaina NO NO NO
Crecimiento epífito NO NO NO
Ancho celular (µm) 1 1-3 2-5
Largo celular (µm) 4-8 5-15
Morfología celular RECTANGULAR CUADRADAS/R
ECTAS/EN
TONEL
otros MOVILIDAD POR
DESLIZAMIENTO
S IN SITU
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.6 A. Clave identificativa para bacterias creadoras de turbidez
Característica
predominante
CREADORAS DE TURBIDEZ
Bacteria
filamentosa
Tipo 1863 Tipo 0211 Tipo 1852
Tinción Gram - - -
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
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Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tinción Neisser
gránulos
+
-
- -
Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Otras inclusiones
celulares
Diámetro tricoma
(µm)
0.8-1.5 0.3-0.5 0.6-0.8
Longitud tricoma
(µm)
<150 <100 20-80
Morfología tricoma CADENA
IRREGULAR
CELULAS
TORCIDO O
ENROLLADOS
RECTOS O
TORCIDOS
Localización
tricoma
LIBRE LIBRE EXTENDIENDOS
E DESDE
FLOCULO
Septos celulares
visibles
SI SI SI
Constricciones
septos celulares
SI SI NO
Vaina NO NO NO
Crecimiento
epifitico
NO NO NO
Ancho celular (µm) 0.8 0.3-0.5 0.6-0.8
Largo celular (µm) 1.5 0.5-0.7 1-2
Morfología celular ESFERICAS
COCOIDALES
EXTREMOS
REDONDEADO
S
RECTANGULAR
ES
otros CELULAS
TRANSPARENTE
S
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Tabla 4.6 B. Clave identificativa para bacterias creadoras de turbidez
Característica
predominante
CREADORAS DE TURBIDEZ
Bacteria
filamentosa
Tipo 0411 STREPTOCOC
CUS SP.
BACILIUS SP.
Tinción Gram - + +/-
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
Tinción Neisser
gránulos
- - -
Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Otras inclusiones
celulares
Diámetro tricoma
(µm)
0.8 0.7-0.8 0.8-1
Longitud tricoma
(µm)
50-150 <100 20-50
Morfología tricoma RECTOS
TORCIDOS
LIGERAMENTE
CURVOS
CADENA
IRREGULAR
CADENAS
CELULARES
Localización
tricoma
BORDES
FLOCULARES
LIBRE LIBRE
Septos celulares
visibles
SI SI
Constricciones
septos celulares
SI NO
Vaina NO NO NO
Crecimiento
epifitico
NO NO NO
Ancho celular (µm) 0.8 0.7 0.8-1
Largo celular (µm) 2-4 0.8 2-4
Morfología celular EXTREMOS
REDONDEADOS
ESFERICAS EXTREMOS
REDONDEADOS
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otros
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Tabla 4.7 A. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma superior a 1 µm
Característica
predominante
DIAMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM
Bacteria
filamentosa
Tipo 021N Tipo 0041 Tipo 0961
Tinción Gram - +
-
-
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
Tinción Neisser
gránulos
+
-
+
-
-
Test gránulos de
azufre
SI NO NO
Otras inclusiones
celulares
PHB
Diámetro tricoma
(µm)
1-2 1.2-1.6 0.8-1.4
Longitud tricoma
(µm)
100-1000 100-500 40-500
Morfología tricoma RECTOS
LIGERAMENTE
CURVADOS,
ENROLLADOS
RECTOS,
LIGERAMENTE
CURVADOS
RECTOS
Localización tricoma EXTENDIENDOS
E DESDE EL
FLOCULO
INTERIOR O
LIBRES
EXTENDIENDOS
E DESDE EL
FLOCULO
Septos celulares
visibles
SI SI SI
Constricciones
septos celulares
SI NO NO
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Vaina NO SI NO
Crecimiento epifitico NO -, ++ NO
Ancho celular (µm) 1-2 1.2-1.6 0.8-1.4
Largo celular (µm) 0.4-3 1.5-2.5 1.5-4
Morfología celular OVALES,
DESCOIDALES,
CUADRADAS,
RECTANULARES
, EN TONEL
CUADRADAS/R
ECTANGULAR
ES
RECTANGULAR
ES
otros A VECES
CUBIERTA N+
CELULAS
TRANSPARENTE
S
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.7 B. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma superior a 1 µm
Característica
predominante
DIAMETRO DEL TRICOMA SUPERIOR A 1 µM
Bacteria
filamentosa
NOSTOCOIDA L II NOSTOCOIDA L III
Tinción Gram +
-
+
-
Tinción Neisser
Tricoma
+
-
+
-
Tinción Neisser
gránulos
- -
Test gránulos de
azufre
NO NO
Otras inclusiones
celulares
PHB PHB
Diámetro tricoma
(µm)
1-1.4 1.6-2
Longitud tricoma
(µm)
100-200
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Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.8 A. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma inferior a 1 µm
Característica
predominante
DIAMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µm
Bacteria
filamentosa
NOSTOCOIDA
L I
HALISCOMENOBAC
TER H.
MICROTRIX
P.
Tinción Gram + - +
Tinción Neisser
Tricoma
+ - -
Tinción Neisser
gránulos
- - +
Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Morfología tricoma TORCIDOS O
ENROLLADOS
TORCIDOS O ENROLLADOS
Localización
tricoma
INTERIOR INTERIOR EXTENDIENDOSE
Septos celulares
visibles
SI SI
Constricciones
septos celulares
SI SI
Vaina NO NO
Crecimiento
epifitico
NO NO
Ancho celular (µm) 1.2-1.4 1.6-2
Largo celular (µm) 1 1.5-2
Morfología celular DISCOIDALES, OVALES ESFERICAS, OVALES,
DISCOIDALES
otros RAMIFICACION A VECES
VERDADERA
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Otras inclusiones
celulares
PHB
Diámetro tricoma
(µm)
0.6-0.8 0.3-0.5 0.6-0.8
Longitud tricoma
(µm)
100-300 20-100 100-400
Morfología tricoma TORCIDOS,
CURVADOS O
ENROLLADOS
RECTOS O
TORCIDOS
ENROLLADO
S
Localización
tricoma
INTERIOR O
EXTENDIENDO
SE
BORDE FLOCULAR Y
LIBRES
EN FLOCULO
Y LIBRES
Septos celulares
visibles
DIFICIL VER NO NO
Constricciones
septos celulares
NO NO
Vaina NO SI NO
Crecimiento
epifitico
NO -, + NO
Ancho celular (µm) 0.6 0.3 0.6
Largo celular (µm) 0.8 0.5 0.8
Morfología celular OVALES
otros AGUJAS
IRRADIADAS
ABULTAMIEN
TO EN
CONTORNO
FILAMENTO
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.8 B. Clave identificativa para bacterias con diámetro de tricoma inferior a 1 µm
Caracteristica
predominante
DIAMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µm
Bacteria
filamentosa
Tipo 0675 Tipo 0092 Tipo 1701
Tinción Gram + - -
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Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
-
Tinción Neisser
Tricoma
- + -
Tinción Neisser
gránulos
+
-
- -
Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Otras inclusiones
celulares
PHB
Diámetro tricoma
(µm)
0.5-1 0.8-1 0.7-1
Longitud tricoma
(µm)
50-150 <100 10-200
Morfología tricoma RECTOS, POCO
CURVADOS
RECTOS,
TORCIDOS O
LIGERAMENTE
CURVADOS
CURVADOS O
TORCIDOS
Localización
tricoma
INTERIOR INTERIOR O
LIBRE
TODOS SITIOS
Septos celulares
visibles
SI NO SI
Constricciones
septos celulares
NO NO SI
Vaina SI NO SI
Crecimiento
epifitico
++ NO ++
Ancho celular (µm) 0.5-1 0.8 0.7-1
Largo celular (µm) 0.5-1 1 1-3.5
Morfología celular CUADRADAS RECTANGULA
RES
EXTREMOS
REDONDEADOS
otros CLAVE
TINCION
NEISSER
A VECES
RAMIFICACIONE
S
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Tabla 4.8 C. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma inferior a 1 µm
Característica
predominante
DIAMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µm
Otras características Tipo 1702 Tipo 1851 Tipo 0581
Tinción Gram - + (LIGERO) +
-
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
Tinción Neisser
gránulos
- - -
Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Otras inclusiones
celulares
Diámetro tricoma (µm) 0.6-0.8 0.5-0.8 0.4-0.7
Longitud tricoma (µm) 20-150 200-400 100-300
Morfología tricoma RECTOS O
TORCIDOS
RECTOS O
ALGO
CURVADOS
RECTOS
LIGERAMENTE
CURVOS O
ENROLLADOS
Localización tricoma EXTENDIENDO
SE DESDE
FLOCULO
EXTENDIENDO
SE DESDE
FLOCULO
LIBRES
Septos celulares
visibles
NO SI/NO NO
Constricciones septos
celulares
NO NO NO
Vaina SI SI NO
Crecimiento epifitico NO -,+ NO
Ancho celular (µm) 0.6 0.5-0.8 0.4
Largo celular (µm) 0.8 1.7-3.5 0.7
Morfología celular RECTANGULA
RES
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León
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otros A VECES EN
MANOJOS
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.8 D. Clave identificativa para bacterias con diámetro del tricoma inferior a 1 µm
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
.
Característica predominante
DIAMETRO DEL TRICOMA INFERIOR A 1 µM
Otras características Tipo 0803
Tinción Gram -
Tinción Neisser Tricoma -
Tinción Neisser gránulos +
Test gránulos de azufre NO
Otras inclusiones celulares
Diámetro tricoma (µm) 0.8
Longitud tricoma (µm) 50-300
Morfología tricoma RECTOS, TORCIDOS O LIGERAMENTE CURVADOS
Localización tricoma LIBRE
Septos celulares visibles SI
Constricciones septos
celulares
DIFICIL VER
Vaina NO
Crecimiento epifitico NO
Ancho celular (µm) 0.8
Largo celular (µm) 1.5-2
Morfología celular CUADRADAS O RECTANGULARES
otros
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Tabla 4.9. Clave identificativa para bacterias de aspecto ramificado
Característica
predominante
ASPECTO RAMIFICADO
Bacteria
filamentosa
GALO SPHAEROTILU
S N.
HONGOS
Tinción Gram + - -
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
Tinción Neisser
gránulos
+ - -
Test gránulos de
azufre
NO NO NO
Otras inclusiones
celulares
PHB PHB GRANULOS
Diámetro tricoma 1 1-1.8 3-8
Longitud tricoma
(µm)
10-100 100-1000 300-1000
Morfología tricoma MICELIAL RECTOS,
LIGERAMENTE
CURVADOS
Localización
tricoma
EN FLOCULO Y
LIBRE
EXTENDIENDO
SE DESDE
FLOCULO
TODOS SITIOS
Septos celulares
visibles
NO SI SI
Constricciones
septos celulares
NO SI SI
Vaina NO SI NO
Crecimiento
epifitico
NO NO NO
Ancho celular (µm) 1 1-1.8 3-8
Largo celular (µm) 1.5-3 5-15
Morfología celular EXTREMOS
REDONDEADO
S
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otros RAMIFICACION
VERDADERA
RAMIFICACION
FALSA, TIPO
ARBOL
LIGERAMENTE +
AL GRAM
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Tabla 4.10. Clave identificativa para bacterias que normalmente acumulan gránulos de azufre
Característica
predominante
PRESENTAN AZUFRE NORMALMENTE
Bacteria
filamentosa
THIOTHRIX I THIOTHRIX II TIPO 0914
Tinción Gram +
-
- +
-
Tinción Neisser
Tricoma
- - -
Tinción Neisser
gránulos
+
-
+
-
-
Test gránulos de
azufre
SI SI NO
Otras inclusiones
celulares
PHB PHB PHB
Diámetro tricoma
(µm)
1.4-2.5 0.8-1.4 0.7-1
Longitud tricoma
(µm)
100-500 50-800 50-200
Morfología tricoma RECTOS,
LIGERAMENTE
CURVADOS
RECTOS,
LIGERAMENTE
CURVADOS
RECTOS,
LIGERAMENTE
CURVADOS
Localización
tricoma
EXTENDIENDOSE
DESDE FLOCULO
EXTENDIENDO
SE DESDE
FLOCULO
LIBRE
Septos celulares
visibles
SI SI SI
Constricciones
septos celulares
NO NO NO
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Vaina SI SI NO
Crecimiento
epifitico
NO NO NO
Ancho celular (µm) 1.4-2.5 0.8-1.4 0.7-1
Largo celular (µm) 3-5 1-2 0.7-1
Morfología celular RECTANGULARE
S
RECTANGULARE
S
CUADRADAS
otros ROSETAS Y
GONIDIOS
ROSETAS Y
GONIDIOS
GRANULOS
CUADRADOS
Fuente: Manual Práctico para el Estudio de Grupos Bioindicadores en Fangos activos 2008. Elaboración: Propia
Para llevar a cabo la identificación de las bacterias filamentosas en este
estudio, aparte de la observación microscópica en campo claro, como en
contraste de fases, se utilizó la técnica de tinción diferencial de Gram. Como se
describe anteriormente en la descripción de los materiales, éste método se
basa en la diferenciación de la tinción en las paredes celulares de acuerdo al
grado de permeabilidad de las mismas al disolvente aplicado.
Los filamentos Gram + se observan de color azul-violeta, y los Gram – de color
rosado.
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5. RESULTADOS Y DISCUSION
5.1. EVALUACION DE LA CALIDAD DEL FANGO
5.1.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS
ALACANT
Tabla 5.1. Caracteristicas macroscópicas H.A. Ponderación asignada
CARACTERISTICAS MACROSCÓPICAS / PONDERACIÓN
FECHA Turbidez Flóculos en
suspensión
Sedimentabilidad Olor
20/03/13 Alta / 0 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3
21/03/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
25/03/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Media / 4.5 Correcto / 3
02/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
03/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
04/04/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Baja / 0 Correcto / 3
05/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
10/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
11/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3
15/04/13 Baja / 9 Baja / 9 Alta / 9 Correcto / 3
16/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
17/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
19/04/23 Alta / 0 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3
23/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
25/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3
26/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3
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29/04/13 Alta / 0 Alta / 0 Baja / 0 Correcto / 3
Fuente y elaboración: Propia
Tabla 5.2 A. Características microscópicas H.A. Ponderación asignada
CARACTERISTICAS MICROSCÓPICAS / PONDERACIÓN
FECHA Forma Tamaño Estructura Textura
20/03/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
21/03/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
25/03/13 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4
02/04/13 Irregular / 0 Pequeño / 4 Abierta / 0 Fuerte / 4
03/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4
04/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
05/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
10/04/13 Irregular / 0 Pequeño / 4 Abierta / 0 Débil / 0
11/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4
15/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
16/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
17/04/13 Irregular / 0 Pequeño / 4 Abierta / 0 Débil / 0
19/04/23 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4
23/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
25/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4
26/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Media / 9 Fuerte / 4
29/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
Fuente y elaboración: Propia
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Tabla 5.2 B. Características microscópicas H.A. Ponderación asignada
CARACTERISTICAS MICROSCÓPICAS / PONDERACIÓN
FECHA Cobertura Filamentos en
floculo
Filamentos en
disolución
Diversidad de
protozoos
20/03/13 > 50% / 3.5 5 – 20 / 7 Alta / 0 < 4 especies / 0
21/03/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
25/03/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
02/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
03/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 > 7 especies / 13
04/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
05/04/13 > 50% / 3.5 5 – 20 / 7 Alta / 0 < 4 especies / 0
10/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 < 4 especies / 0
11/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0
15/04/13 > 50% / 3.5 5 – 20 / 7 Alta / 0 4 – 7 especies / 7
16/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0
17/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
19/04/23 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0
23/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0
25/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 < 4 especies / 0
26/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
29/04/13 10 – 50% / 7 5 – 20 / 7 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
Fuente y elaboración: Propia
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5.1.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON
DE LEON
Tabla 5.3: Características macroscópicas R.L. Ponderación asignada
CARACTERISTICAS MACROSCÓPICAS - PONDERACIÓN
FECHA Turbidez Flóculos en
suspensión
Sedimentabilidad Olor
21/03/13 Media / 4.5 Alta / 0 Media / 4.5 Correcto / 3
05/04/13 Baja / 9 Baja / 9 Alta / 9 Correcto / 3
10/04/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Media / 4.5 Correcto / 3
19/04/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Alta / 9 Correcto / 3
26/04/13 Media / 4.5 Media / 4.5 Media / 4.5 Correcto / 3
Fuente y elaboración: Propia
Tabla 5.4 A. Características microscópicas R.L. Ponderación asignada
CARACTERISTICAS MICROSCÓPICAS / PONDERACIÓN
FECHA Forma Tamaño Estructura Textura
21/03/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
05/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
10/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
19/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
26/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
Fuente y elaboración: Propia
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Tabla 5.4 B. Características microscópicas R.L. Ponderación asignada
CARACTERISTICAS MICROSCÓPICAS / PONDERACIÓN
FECHA Cobertura Filamentos en
floculo
Filamentos en
disolución
Diversidad de
protozoos
21/03/13 > 50% / 3.5 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
05/04/13 10 – 50% / 7 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
10/04/13 > 50% / 3.5 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
19/04/13 > 50% / 3.5 < 5 / 14 Baja / 3 4 – 7 especies / 7
26/04/13 Irregular / 0 Medio / 7 Compacta / 18 Fuerte / 4
Fuente y elaboración: Propia
5.2. EVALUACION CUALITATIVA Y CUANTITATIVA DE BACTERIAS
FILAMENTOSAS
5.2.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS
ALACANT
Tabla 5.5. Bacterias filamentosas MBR H.A.
BACTERIAS FILAMENTOSAS
FECHA Relación de
filamentos
IRF (m/mL)
Especie
dominante
Especie
Secundaria
Parámetros
bioindicadores
asociados
20/03/13 65,625 Tipo 0211 Microthrix Parvicella
Turbidez en el
clarificado. Bajas
concentraciones de
oxígeno disuelto.
Influentes ricos en
grasas. pH > 7.
21/03/13 65,625 Tipo 0041 Tipo 0411 Turbidez en el
clarificado. Elevada
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edad del fango.
Asociado a vertidos
industriales.
25/03/13 39,375 Microthrix
Parvicella Tipo 021N
Bajas
concentraciones de
oxígeno disuelto.
Influentes ricos en
grasas. pH > 7.
Deficiencia de
Nitrogeno.
02/04/13 26,25 Tipo 0211 - Turbidez en el
clarificado.
03/04/13 65,625 Nocardia sp. Tipo 0211
Elevada edad de
fango. Buena
aireación.
Compuestos
grasos en el
influente
04/04/13 91,875 Tipo 0041 -
Elevada edad del
fango, bajas cargas
másicas
05/04/13 65,625 Microthrix
Parvicella
Nostocoida Limicola
II
Baja carga másica.
Niveles bajos de
oxígeno disuelto.
Vertidos
industriales.
10/04/13 52,5 Tipo 021N Tipo 0041
Baja carga másica.
Elevada edad de
fangos. Afluentes
industriales bajos
en nitrógeno.
11/04/13 78,75 Tipo 0041 Tipo 0211
Turbidez en el
clarificado. Baja
carga másica.
Elevada edad de
fangos.
15/04/13 78,75 Nostocoida
Limicola I
Nostocoida
Limicola II
Bajas cargas
másicas. Baja
concentración de
oxígeno disuelto.
Vertidos
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Fuente y elaboración: Propia
industriales.
16/04/13 91,875 Nostocoida
Limicola I -
Bajas cargas
másicas. Baja
concentración de
oxígeno disuelto.
Vertidos
industriales
17/04/13 39,375 Nocardia sp. Tipo 0211
Elevada edad del
fango. Turbidez.
Condiciones de
buena aireación.
19/04/23 52,5 Microthrix
Parvicella -
Bajas
concentraciones de
oxígeno disuelto.
Influentes ricos en
grasas. pH > 7.
Deficiencia de
Nitrogeno.
23/04/13 131,25 Tipo 021N Tipo 0211
Bajas cargas
másicas. Turbidez
en el clarificado
25/04/13 65,625 Nostocoida
Limicola II
Nostocoida
Limicola I
Baja carga másica.
Niveles bajos de
oxígeno disuelto.
Vertidos
industriales
26/04/13 91,875 Microthrix
Parvicella -
Bajas
concentraciones de
oxígeno disuelto.
Influentes ricos en
grasas.
29/04/13 65,625 Tipo 0211 -
Turbidez en el
clarificado.
Asociada a aguas
de origen industrial.
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5.2.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS PILOTO DE RINCON DE LEON
Tabla 5.6. Bacterias filamentosas MBR R.L.
Fuente y elaboración: Propia
5.2.3. DESCRIPCION DE BACTERIAS FILAMENTOSAS ENCONTRADAS
Nostocoida limícola I
La morfología de este organismo es ligeramente curvada y enrollada. Posee
un diámetro del tricoma entre 0.3 y 0.5 µm. Presenta una fuerte respuesta
Gram +.
Parámetros bioindicadores: Baja carga másica. Vertidos industriales. Eliminado
del sistema con tiempos de retención celular inferiores a los 4 días.
BACTERIAS FILAMENTOSAS
FECHA Relación de
filamentos
IRF (m/mL)
Especie
dominante
Especie
Secundaria
Parámetros
bioindicadores
asociados
21/03/13 78,75 Tipo 0041 Tipo 0092 Elevada edad de
fangos. Baja carga
másica.
05/04/13 65,625 Tipo 0581 Tipo 0411
Turbidez en el
clarificado. Elevada
edad del fango.
Asociado a vertidos
industriales.
10/04/13 65,625 Tipo 0041 -
Elevada edad de
fangos. Baja carga
másica.
19/04/13 39,375 Nostocoida
Limicola I -
Baja carga másica.
Niveles bajos de
oxígeno disuelto.
26/04/13 52,5 Nocardia sp. Tipo 0211
Elevada edad de
fango. Buena
aireación.
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Figura 5.1. Nostocoida limicola I. 1000x, campo claro. Repuesta Gram +
Tipo 0211
Filamentos de forma curvada y doblada. Diámetro del tricoma entre 0.6 y 0.8
µm. Se extienden fuera del flóculo y no presenta vaina ni crecimiento adherido.
Respuesta intensa Gram -.
Parámetros bioindicadores: turbidez en el clarificado. Asociada a aguas
residuales de origen industrial.
Figura 5.2. Tipo 0211. 1000x, campo claro. Respuesta Gram -
Nostocoida limícola II
Filamentos torcidos o enrollados. Diámetro del tricoma entre 1.0 y 1.4 µm.
forma celular oval, semiesférica. Respuesta Gram -. Septos celulares visibles
así como las constricciones de dichos septos.
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Parámetros bioindicadores: baja carga másica. Deficiencias de oxígeno en el
reactor. Característicos de vertidos industriales.
Figura 5.3. Nostocoida limicola II. 1000x, campo claro Respuesta Gram -
Tipo 0041
Filamentos ligeramente curvados. Diámetro del tricoma entre 1.2 y 1.6 µm.
Respuesta Gram -. La presencia de crecimiento epiftico importante puede
provocar que no se vean los septos celulares.
Parámetros bioindicadores: Asociados a altas edades del fango y bajas cargas
másicas.
Figura 5.4. Tipo 0041. 1000x, campo claro. Respuesta Gram –
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Microthrix parvicella
Filamentos enrollados. Diámetro del tricoma entre 0.6 y 0.8 µm. No presenta
ramificaciones ni movilidad. Respuesta intensa a la tinción Gram +.
Parámetros bioindicadores: bajas cargas másicas. Influentes ricos en grasas.
Bajas temperaturas y pH > 7 siendo el óptimo 8.
Figura 5.5. Microthrix parvicella. 1000x, campo claro. Respuesta Gram +
5.3. EVALUACION CUANTITATIVA Y CUALITATIVA DE PROTOZOOS Y
METAZOOS
5.3.1. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR DE HELADOS
ALACANT
Tabla 5.7. Protozoos y metazoos MBR H.A
PROTOZOOS METAZOOS
FE
CH
A
Fla
gela
do
s
Am
eb
as
Ca
rnív
oro
na
dad
or
Carn
ívo
ro s
uc
tor
Bac
teri
ófa
go
na
da
do
r
Bac
teri
ófa
go
re
pta
nte
Bac
teri
ófa
go
sé
sil
Ro
tífe
ros
Nem
ato
do
s
An
éli
do
s
20/03/13 1 - - - - - - 2 - -
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21/03/13 1 1 1 - - 1 - 2 - -
25/03/13 - - - - - 2 - 1 - -
02/04/13 - - 1 - - 1 - 2 - -
03/04/13 - 1 - 1 - 2 2 4 - -
04/04/13 - - - - - 3 - 2 - -
05/04/13 - 1 - - - 1 - 2 - 1
10/04/13 - - - - - 3 - 0* - -
11/04/13 - - - - - 3 - 0* - -
15/04/13 - - - - - 1 - 1 2 1
16/04/13 - - - - - - - 2 - -
17/04/13 - - - - - - - 2 2 -
19/04/23 - - 1 - - - - 1 - -
23/04/13 - - - - - 6 - 1 - -
25/04/13 - - - - - 1 - 1 - -
26/04/13 - - - - - 2 - 1 - -
29/04/13 - - - - - 3 2 2 - -
* Se observaron varios rotíferos muertos en la muestra
Fuente y elaboración: propia
Como se puede apreciar en la tabla 5.6, la mayor parte de microorganismos
hallados se encuentran entre ciliados bacteriófagos reptantes y rotíferos. En
base a esta relevante agrupación, podemos aseverar que las condiciones del
reactor biológico son óptimas, debido a que las especies sindicadas en cada
una de los grupos mencionados, tienen asociados parámetros bioindicadores
de buenos rendimientos en la depuración.
En los días 10 y 11, se observó una mortandad, especialmente de lecánidos, lo
que se atribuye a que ingresó algún compuesto de limpieza de características
un tanto tóxicas utilizado en la fábrica, que provoco este suceso.
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5.3.2. RESULTADOS DE LAS MUESTRAS DEL MBR PILOTO DE RINCON
DE LEON
Tabla 5.8. Protozoos y metazoos MBR R.L
PROTOZOOS METAZOOS
FE
CH
A
Fla
gela
do
s
Am
eb
as
Carn
ívo
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s
An
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do
s
21/03/13 - - - - - - 3 4 - -
05/04/13 - 2 - - - 1 - 2 - -
10/04/13 - - - - - 1 1 3 - -
19/04/13 - - - - - 1 - 2 - -
26/04/13 - 1 - - - 2 - - - -
Fuente y elaboración: propia
Como se aprecia en la tabla anterior, la distribución de la microfauna muy
similar a las muestras tomadas del licor mezcla de Helados Alacant, nos
permite confirmar también, que el licor mezcla del MBR piloto de Rincón de
León, posee buenos rendimientos en la depuración, así como también una
elevada edad del fango.
5.3.3. DESCRIPCION DE ORGANISMOS REPRESENTATIVOS
ENCONTRADOS
A continuación se describen las características más relevantes y los
parámetros bioindicadores asociados a las especies más representativas
encontradas en las observaciones de ambos casos.
Arcella sp.
Esta ameba testácea fue observada con frecuencia. Presenta una testa
pequeña, dorsoventralmente aplanada y de perfil circular. La clave identificativa
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es la abertura ventral centrada e invaginada, con una célula visible en su
interior.
Parámetros bioindicadores: en general, buenos rendimientos en la depuración.
Buena oxigenación y condiciones de nitrificación.
Figura 5.6. Arcella sp. 400x, campo claro
Carchesium polypinum
Este bacteriófago sésil fue observado en colonias ramificadas en varias
observaciones. Poseen pedúnculo ramificado y zooides ligeramente
acampanados. Presentan espasmodesmas discontinuos que permite la
contracción independiente de cada individuo en la colonia.
Parámetros bioindicadores: licor mezcla de muy buena calidad. Buena
oxigenación.
Figura 5.7. Carchesium polypinum. 200x, campo claro
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Epistylis sp.
Organismo colonial, con pedúnculo ramificado. La colonia no es contráctil pero
los zooides pueden contraer el labio peristomal de forma independiente.
Parámetros bioindicadores: Media carga.
Figura 5.8. Epistylis sp. 400x, campo claro
Aspidisca cicada
Este bacteriófago reptante, es el organismo más representativo en este grupo,
debido a que aparece en gran parte de las muestras observadas. Posee un
lado dorsal abombado y ventral aplanado. Costillas en el lado dorsal y cirros en
el lado ventral.
Parámetro bioindicador: en general, característico de fangos bien estabilizados.
Figura 5.9. Aspidisca cicada. 400x, campo claro
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Rotaria sp.
Uno de los metazoos más abundante en las muestras. De forma alargada,
color pardo, movimientos locomotores por plegamientos.
Parámetros bioindicadores: Elevadas edades de fango. Buena calidad de agua
tratada.
Figura 5.10. Rotaria sp. 100x, campo claro
Lecane sp.
Rotifero de cuerpo redondeado con caparazon externo. Movimiento por
contracciones.
Parámetros bioindicadores: Procesos muy estabilizados. Eficiencia en la
depuración.
Figura 5.11. Lecane sp. 200x, campo claro
Nematodos
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Se observaron en algunas muestras, junto a rotiferos y aspidiscas en algunas
muestras. Son gusanos planos de importante tamaño. Su alimentacion se basa
en otros protozoos.
Parametros bioindicadores: Indicadores de una elevada edad del fango.
Figura 5.12: Nematodos. 100x, campo claro
Anélidos
Organismos vermiformes, muy activos. Poseen vacuolas de color rojo
Parámetros bioindicadores: altas edades del fango, buenos rendimientos en la
depuración.
Figura 5.13: Anélido. 100x, campo claro
5.4. ESTUDIO COMPARATIVO Y CORRELACION DE DATOS
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Para llevar a cabo el estudio comparativo, se solicitaron los datos de las
analíticas realizadas en ambas plantas en los días que se realizó el análisis
microbiológico de las muestras (o cercanas a éstos).
En la siguiente tabla, tenemos la relación entre la categoría del fango obtenida,
a través del Índice de Fangos, la edad del lodo correspondiente a la fecha, y la
concentración en el reactor biológico.
Tabla 5.9: Comparación de datos analíticos con las categorías obtenidas MBR Helados Alacant
MBR H.A. Índice de Fangos (IF)
Edad del lodo (días)
SSLM (g/l)
20/03/13 Malo 15.32 6.05
21/03/13 Regular 15.32 7.5
25/03/13 Bueno 15.32 7.5
02/04/13 Regular 15.32 7.6
03/04/13 Regular 15.32 7.45
04/04/13 Bueno 15.32 7.5
05/04/13 Regular 15.32 7.5
10/04/13 Malo 15.32 5.65
11/04/13 Regular 15.32 5.65
15/04/13 Bueno 15.32 8.6
16/04/13 Regular 15.32 8.6
17/04/13 Regular 15.32 8.6
19/04/23 Regular 15.32 11.8
23/04/13 Regular 15.32 10.5
25/04/13 Regular 15.32 12.0
26/04/13 Regular 15.32 10.5
29/04/13 Regular 15.32 9.6
Media SSLM
8.38
Fuente: Datos analíticos MBR Helados Alacant Elaboración: Propia
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Tabla 5.10: Comparación de datos analíticos con las categorías obtenidas MBR Piloto Rincón de León
MBR R.L. Índice de Fangos (IF)
Edad del lodo (días)
SSLM (g/l)
21/03/13 Bueno 40 9.4
05/04/13 Óptimo 44 6.65
10/04/13 Bueno 49 7.65
19/04/13 Bueno 58 7.3
26/04/13 Bueno 65 8.3
Media SSLM
7.86
Fuente: Datos analíticos MBR Piloto Rincón de León Elaboración: Propia
Claramente, se observa que en las muestras del MBR de Helados Alacant, al
tener una edad del lodo inferior al del MBR piloto de Rincón de León, la
categoría del lodo, como media, está en regular, mientras que en el otro caso
se tiene una categoría buena como media.
Como aclaración, la edad del lodo en la planta piloto de Rincón de León, es
bastante elevada y tiende a aumentar en el tiempo, debido a que está sometida
a un estudio de trabajo a una edad del lodo “infinita”, por lo que los operarios
suprimen la purga y aumentan dicha edad para los fines de su investigación.
Mientras que en la EDARi de Helados Alacant, la edad del lodo se mantiene
constante, debido a que ya tienen una frecuencia de purga establecida,
procurando tener en las mejores condiciones del licor mezcla en el reactor
biológico.
El reparto porcentual de protozoos y metazoos en el estudio, genera una
sensibilidad elevada a la hora de evaluar y controlar el proceso de depuración
en ambas plantas. Como se puede apreciar en las figuras 12 y 13, la
distribución media de los organismos encontrados, la predominancia de
rotíferos, como Rotaria sp y Lecane sp, y por el otro lado, de bacteriófagos
reptantes, como la Aspidisca sp y Euplotes sp, en base a las características
bioindicadoras de los mismos, dan fe de la estabilidad del sistema y la
eficiencia de depuración en ambos casos.
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Fuente y elaboración: Propia
Figura 5.14. Reparto porcentual Protozoos y Metazoos MBR Helados Alacant
Fuente y elaboración: Propia
Figura 5.15. Reparto porcentual Protozoos y Metazoos MBR Rincón de León
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6. CONCLUSIONES
El estudio del fango activo, así como de la microbiología del mismo, es una
técnica de control que otorga una eficacia y sensibilidad alta a la hora de
realizar un seguimiento al proceso biológico de depuración, como se ha visto
reflejado en el presente trabajo.
La aplicación de ciertos métodos, como el Índice de Fangos, Relación de
filamentosas, técnicas de cuantificación de protozoos, tinciones diferenciales;
ayudan en gran medida a la aplicación de la bioindicación para el control del
proceso biológico en el tratamiento de aguas, tanto industriales como de origen
urbano. Las principales ventajas que ofrecen estos métodos, entre otras, son la
rapidez y facilidad para aplicarlos en la rutina de trabajo en estaciones
depuradoras.
La similitud de los resultados obtenidos para ambos casos, se deben en gran
parte, a las condiciones estables de trabajo, que presentan una aireación
constante, concentraciones similares, niveles de pH en un rango óptimo (entre
7 y 8), una edad de lodos avanzada, aunque en este punto se notó una ligera
diferencia al correlacionar las categorías de fango determinadas por el Indice
de Fangos, pero como se definió con anterioridad, la planta piloto de Rincón de
León, se encuentra trabajando a edades de lodo infinitas, por lo que la
comparación se aplicó exclusivamente para demostrar la sensibilidad de la
categorización del mismo.
Para la aplicación de éste método de control, se recomienda programarlo, los
días que no se lleven a cabo analíticas de laboratorio, para así poder hacer el
seguimiento diario, con las analíticas realizadas, como con la observación
microbiológica y del fango activo, lo que proporcionará un control completo al
proceso de depuración biológica.
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7. BIBLIOGRAFIA
Moro, P. (1998). Aparición de organismos filamentosos en fangos activos.
Ingeniería química. pág 97-106.
Trapote, A. (2012). Apuntes de clase. Módulo 4: Estaciones de
tratamiento. pág. 30, 31.
Estévez, F. (2005). Transferencia de tecnología sobre ejercicios
interlaboratorios en fangos activos como sistema de control de calidad en la
EDAR. Pág. 82-92.
BIOTEC (2002). Técnicas de bioindicación en depuradoras de aguas
residuales. pág. 2-4.
Grupo Bioindicación Sevilla (2008). Manual práctico para el estudio de
grupos bioindicadores en fangos activos. Capítulo 3. Tinciones, Capítulo 4.
Claves Identificativas, Capítulo 5. Técnica analítica
Carrillo, A. (2011). Trabajo fin de máster. EDARi Helados Alacant.
Subtítulo 2.2.2 Descripción de las etapas del proceso de la EDARI Helados
Alacant.
Esteban Peneles, G. (1989). Los protozoos ciliados como bioindicadores
en el tratamiento de aguas residuales. Tesis doctoral del Departamento de
Microbiología de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad
Complutense de Madrid.
Streble – Krauter (1987). Atlas de los microorganismos de agua dulce. La
vida en una gota de agua.
Garrido, A. Canals, M. Ramírez, J. y Castaneda, C. (1988). Seguimiento
práctico por microscopía de la formación de flóculos de fango activo en la
puesta en marcha de una depuradora de aguas residuales. Tecnología de
agua pag. 35-44.
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ANEXOS
Anexo 1. Formatos de levantamiento de datos
FECHA: COD DE MUESTRA
GRUPO SPP OBS 1° CONT 2° CONT ind/ml ind/l %ind/l %GRUPO FUNC
pequeños
grandes
con teca
sin teca
Litonotus
Amphileptus
Hemiophrys
otros
Acineta
Podophrya
Tokophrya
otros
Colpoda
Uronema
Tetrahymena
Paramecium
Colpidium
Glaucoma
otros
Aspidisca
Acineria
Euplotes
Oxitrichia
Stentor
otros
Carchesium
Epistylis
Opercularia
V. microstoma
V. convallaria
Zoothanium
otros
Rotíferos
Nematodos
Anélidos
N° total sp
bacteriófago
sésil
EVALUACION DE LA MICROFAUNA
Densidad (No.
Total ind/L)
FLAGELADOS
AMEBAS
carnívoro
nadador
C
I
L
I
A
D
O
S
carnívoro
suctor
bacteriófago
nadador
bacteriófago
reptante
METAZOO
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Fecha: COD DE MUESTRA
PESIMO MALO REGULAR BUENO OPTIMO
DECANTABILIDAD Y ESTADO FLOCULAR
IF: 0
IRF
MICROFAUNA PROTOZOARIA M/ML
0
0
0
CALIDAD PREVISIBLE DEL AGUA TRATADA
DATOS REALES DE SALIDA
PARAMETROS ASOCIADOS
SS DQO
DBO
EVALUACION FINAL DEL FANGO ACTIVADO
CONCLUSIONES
VALORACION CALIDAD FANGO
VALORACION AGUA DE SALIDA
BACTERIAS FILAMENTOSAS
DOMINANTE: 0
EFEC. SOBRE FLOCULO 0
CATEGORIA NUMERICA
SECUNDARIO: 0
OTROS: 0
PARAMETROS ASOCIADOS
REPARTO PORCENTUAL
0
RELACION FILAMENTOS
CILIADOS NADADORES
CILIADOS REPTANTES
CILIADO SÉSIL
METAZOOS
GRANDES FLAGELADOS
AMEBAS