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UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERU
FACULTAD DE INGENIERÍA EN INDUSTRIAS ALIMENTARIAS
DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE CIENCIA E INGENIERÍA DE ALIMENTOS
MANUAL DE PRÁCTICAS DE
BIOQUÍMICA GENERAL
DOCENTE:
1
Ing. M.Sc. Emilio Fredy Yábar Villanueva
Semestre Académico 2011-II
INDICE GENERAL
Página
1. Introducción 03
2. Normas generales de laboratorio 04
3. Espectro de absorción de soluciones coloreadas 05
4. Construcción de una curva estándar - demostración práctica
de la ley de Beer 07
5. Determinación por espectrofotometría de una sustancia
Biológica-antocianinas totales 11
6. Determinación de proteínas por espectrofotometría 13
7. Evaluación de la actividad de la enzima polifenoloxidasa 15
8. Determinación de la actividad de la catalasa 17
9. Actividad de la amilasa 19
10. Medida de la intensidad respiratoria por el método
manométrico simple 22
11.Fermentación láctica 24
12.Fermentación alcohólica 26
13.Determinación del punto isoeléctrico de la caseína 28
2
INTRODUCCIÓN
Las prácticas de Bioquímica General son una parte esencial en la
formación de un alumno, porque además del aspecto cognitivo es
importante la formación metódica de trabajo en el laboratorio.
La mayoría de las técnicas experimentales y conocimientos que se han
aprendido en otros cursos son muy útiles en el laboratorio de Bioquímica.
Los conocimientos metodológicos para estudiar las biomoléculas son
cada vez más cerca del principio de la ciencia, por lo que las prácticas
propuestas solamente constituyen alcances formativos de la bioquímica
Las prácticas de laboratorio, pretenden proporcionar al estudiante las
principales técnicas experimentales utilizadas habitualmente en un
laboratorio de Bioquímica, lo cual le permitirá aprender posteriormente
técnicas más complejas con mayor facilidad.
Cada práctica presenta una breve fundamentación teórica que centra al
alumno sobre los objetivos de la misma. A continuación, se detallan los
materiales, reactivos y el procedimiento experimental a seguir
Por último, cada equipo de trabajo, procederá a realizar su práctica de
laboratorio; cada alumno deberá anotar cuidadosamente sus
3
observaciones y preguntar sus dudas respecto a los resultados u
observaciones que el alumno vea por conveniente
Las prácticas de Bioquímica General, considera dos aspectos, 1)
Prácticas de laboratorio y 2) Seminarios; los mismos que serán evaluados
y considerados en la nota final de la asignatura.
Finalmente, el manual de Laboratorio de Bioquímica General contiene
prácticas sencillas y representativas, que intentan explicar algunas de las
propiedades de las biomoléculas y técnicas para estudiarlas.
NORMAS GENERALES DE LABORATORIO
Para iniciar las prácticas de laboratorio, se recomienda lo siguiente.
1. Estudiar cuidadosamente la guía de prácticas del experimento a realizar
2. Es obligatorio el uso de un mandil blanco, limpio, y cualquier otro
material de protección que indique el profesor.
3. Cada grupo de trabajo debe contar con el mínimo de material de
limpieza del área de trabajo y de aseo personal.
4. Está absolutamente prohibido comer en el laboratorio.
5. Está absolutamente prohibido trabajar con reactivos NO identificados y
evitar pipetear con la boca.
6. Mantener constantemente limpio la mesa de trabajo durante el
desarrollo de las prácticas.
7. Cada alumno debe contar con un cuaderno de prácticas.
8. Si algún reactivo llega a los ojos, lavarse con abundante agua e
inmediatamente acudir al centro médico de la universidad para el auxilio
correspondiente.
9. El alumno debe preguntar al profesor cualquier duda con el fin de evitar
accidentes o errores durante la ejecución de la práctica.4
10. Una vez finalizado la práctica de laboratorio deben lavarse las manos,
dejar limpio y en orden la mesa de trabajo
ESPECTRO DE ABSORCION DE SOLUCIONES COLOREADAS
I. OBJETIVOS
1.1. Aprender el manejo de un espectrofotómetro
1.2. Determinar experimentalmente la lambda óptima de absorción
II. FUNDAMENTO
Cada sustancia tiene un determinado punto de luz monocromática donde
se produce la mayor cantidad de excitación y por lo tanto se produce la
mayor absorción de la luz que incide sobre ella. La curva que nos
muestra la variación de absorbancia en función de diferentes longitudes
de onda, es conocida como espectro de absorción y el pico más alto
representa la longitud de onda de máxima absorción u óptimo.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales
Espectrofotómetro, tubos de prueba, gradillas, fiolas y pipetas
3.2. Reactivos
Azul de bromo fenol u cualquier otro colorante
3.3. Metodología
1. A partir de una solución stock del colorante de azul de bromo fenol u 5
otro colorante de 10 mg. % de concentración, preparar una solución
de trabajo que tenga una concentración de 0,4 mg. por ciento.
2. Encender el espectrofotómetro, dejar procesar por aproximadamente
5 minutos y proceder a calibrar el equipo con agua destilada a una
lambda igual a 400 nm.
3. Coloque una alícuota de la solución de trabajo en un tubo del
espectrofotómetro y haga su lectura en unidades de absorbancia.
NOTA: Pruebe sus lecturas con las dos soluciones preparadas y de
acuerdo a los resultados decida la concentración de la solución a trabajar.
4. Repita la lectura en las lambdas, de tal forma que se incrementen de
10 en 10 hasta 700 nm.; anote sus lecturas en forma tabular. No
olvide que
debe calibrar el equipo con agua destilada cada vez que cambie de
lambda.
5. Grafique en papel milimetrado ploteando Absorbancia (eje Y) versus
Lambda (eje X). Una todos los puntos con trazos suaves y en el
punto de máxima absorbancia trace una línea recta que corte el eje X
y determine así la lambda óptima para el colorante.
6. Si el equipo es automatizado, aplicar los correspondientes
parámetros, con la correspondiente orientación del profesor.
IV. RESULTADOS Y DISCUSION
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Aliaga P. y Col. 1997. Manual de Prácticas. Bioquímica I.
Facultad de Ciencias. Departamento de Química. UNA-LM Lima-
Perú.
2. Plummer, D. 1981. Introducción a la Bioquímica Práctica. Edit.
Acribia S.A. Zaragoza-España.
3. Skoog, D., Holler, F. y Crouch, S. 2008. Principios de Análisis 6
Instrumental. Edit. CENGAGE LEARNING Editores. México D.F.
CONSTRUCCION DE UNA CURVA ESTANDAR - DEMOSTRACION
PRÁCTICA DE LA LEY DE BEER
I. OBJETIVOS
1. Demostrar la relación lineal entre la absorbancia y la concentración de
una determinada sustancia a una longitud de onda máxima.
2. Construir la curva estándar de una determinada sustancia coloreada y
demostrar su aplicabilidad.
II. FUNDAMENTO
Según la ley Lambert, cuando un rayo de luz monocromática pasa a
través de un medio absorbente, su intensidad disminuye
exponencialmente a medida que la longitud del medio absorbente
aumenta, mientras que la ley de Beer menciona que, cuando un rayo de
luz monocromática pasa a través de un medio absorbente, su intensidad
disminuye exponencialmente a medida que la concentración del medio
absorbente aumenta. Si se sigue la ley de Lambert-beer y l se mantiene
constante, un gráfico de la extinción en función de la concentración da
7
una línea recta que pasa por el origen; en tanto que un gráfico del
porcentaje de transmitancia en función de la concentración da una curva
negativa exponencial. Algunos colorímetros y espectrofotómetros tienen
dos escalas, una líneal de porcentaje de transmitancia y otra logarítmica
de extinción. Esta última escala es la que está linealmente relacionada
con la concentración y se usa en las curvas patrones de concentración;
con la ayuda de tales curvas se puede determinar fácilmente la
concentración de una muestra problema conociendo su extinción.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales
Espectrofotómetro
Solución de trabajo
Material de vidrio como fiolas, pipetas y tubos de prueba
3.2. Metodología
Utilizando la solución de trabajo preparada en la anterior práctica, seguir
las indicaciones del jefe de práctica para realizar la galería de diluciones.
Realice las lecturas de absorbancia a la longitud de onda determinada
como óptima en la experiencia anterior. Se recomienda hacer las lecturas
en unidades de transmitancia a fin de minimizar el error de lectura y
transformarla luego a absorbancia.
TUBOS B 1 2 3 4 5
Solución de
trabajo
- 2 4 6 8 10 ml.
H2O destilada 10 8 6 4 2 0 ml.
Transmitancia
Absorbancia
Concentración
mg/ml.
8
mg%
µg/ml.
ppm
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. En papel milimetrado grafique absorbancia (eje Y) versus
concentraciones (eje X) y una los puntos con una línea recta que
pase por el origen.
4.2. Determinar la absorbancia de una muestra del colorante de
concentración desconocida y determine gráficamente su
concentración utilizando la curva estándar.
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Aliaga, P. y Col. 1997. Manual de Prácticas. Bioquímica I. Facultad
de Ciencias. Dpto. de Química U.N.A. La Molina.
2. Plummer, D. 1981. Bioquímica Práctica. Edit. Mc. Graw-Hill
Latinoamericana S.A. Bogotá-Colombia.
3. Skoog, D., Holler, F. y Crouch, S. 2008. Principios de Análisis
Instrumental. Edit. CENGAGE LEARNING Editores. México D.F.
.
9
10
Seminario:
CÁLCULO DE LA ENERGÍA DE ACTIVACIÓN DE
UNA REACCIÓN
DETERMINACIÓN POR ESPECTROFOTOMETRÍA DE UNA
SUSTANCIA BIOLÓGICA- ANTOCIANINAS TOTALES
I. OBJETIVOS
1. Demostrar la aplicación práctica de la ley de Lambert y Beer
2. Construir la curva estándar de una determinada sustancia biológica y
calcular la concentración de dicha sustancia en muestras de trabajo.11
II. FUNDAMENTO
Según la ley Lambert, cuando un rayo de luz monocromática pasa a
través de un medio absorbente, su intensidad disminuye
exponencialmente a medida que la longitud del medio absorbente
aumenta, mientras que la ley de Beer menciona que, cuando un rayo de
luz monocromática pasa a través de un medio absorbente, su intensidad
disminuye exponencialmente a medida que la concentración del medio
absorbente aumenta. Si se sigue la ley de Lambert-beer y l se mantiene
constante, un gráfico de la extinción en función de la concentración da
una línea recta que pasa por el origen; en tanto que un gráfico del
porcentaje de transmitancia en función de la concentración da una curva
negativa exponencial. Algunos colorímetros y espectrofotómetros tienen
dos escalas, una líneal de porcentaje de transmitancia y otra logarítmica
de extinción. Esta última escala es la que está linealmente relacionada
con la concentración y se usa en las curvas patrones de concentración;
con la ayuda de tales curvas se puede determinar fácilmente la
concentración de una muestra problema conociendo su extinción.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales
Espectrofotómetro
Solución stock y de trabajo de la sustancia biológica
Material de vidrio como fiolas, pipetas y tubos de prueba
3.2. Metodología
Utilizando la solución de trabajo de la sustancia biológica, seguir las
indicaciones del jefe de práctica para realizar la galería de diluciones.
Realice las lecturas de absorbancia a la longitud de onda
correspondiente. Para la determinación de antocianinas totales se pesará
una cantidad de muestra, luego agregar un volumen de una solución
extractora a base de etanol/ácido clorhídrico/agua en la proporción
70/1/30 (V/V/V). La lectura se efectuará en un espectrofotómetro a una
longitud de de onda de 531 nm (λ = 531nm). Como blanco se usará la 12
solución de etanol/ácido clorhídrico/agua. Para la cuantificación se usará
una curva de calibración a base de antocianinas totales. Los resultados
se expresarán como mg de antocianinas totales por gramo o por 100
gramos de muestra.
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. En papel milimetrado grafique absorbancia (eje Y) versus
concentraciones (eje X) y una los puntos con una línea recta que
pase por el origen.
4.2. Determinar la absorbancia de una muestra biológica de
concentración desconocida y determine gráficamente su
concentración utilizando la curva estándar.
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Aliaga,P. y Col. 1997. Manual de Prácticas. Bioquímica I.
Facultad de Ciencias. Dpto. de Química U.N.A. La Molina.
2. Plummer, D. 1981. Bioquímica Práctica. Edit. Mc. Graw-Hill
Latinoamericana S.A. Bogotá-Colombia.
3. Silveira, A. C. et. al. 2007. Determinación de algunos atributos de
calidad de la variedad Fuji y sus mutantes al momento de
cosecha. Ciencia, Tecnología de Alimentos, Campinas, 27(1):
149-153.
DETERMINACIÓN DE PROTEÍNAS POR
ESPECTROFOTOMETRÍA
I. OBJETIVOS
1.1. Determinar la concentración de proteínas por espectrofotometría.
13
1.2. Aplicar los principios de la espectrofotometría.
II. FUNDAMENTO
La concentración de proteínas se medirá utilizando el método del Biuret,
que se basa en la formación de un compuesto coloreado o cromóforo, de
color azul-púrpura, debido a la formación de un complejo entre el ión
cobre y los enlaces peptídicos a pH alcalino. Se requiere un mínimo de
dos enlaces peptídicos para la formación del complejo coloreado, que se
mide a 550 nm. Es un método poco sensible pero muy preciso, ya que la
abundancia de grupos peptídicos (por unidad de masa de proteína) es
prácticamente la misma en cualquier proteína.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales y reactivos
pH-metro o papel pH, baño maría, espectrofotómetro, ácido cítrico,
bisulfito de sodio, agua destilada.
Soluciones de albúmina de concentración desconocida, muestra A y B.
Soluciones de proteína patrón (albúmina) de concentraciones conocidas
Reactivo de Biuret
Pipetas
Tubos de prueba
Espectrofotómetro (Colorímetro)
3.2. Metodología
1. Enumerar 7 tubos de prueba
2. Añadir a cada tubo lo siguiente
3. Añadir 4 ml. del reactivo de Biuret a todos los tubos.
14
4. Mezclar el contenido de cada tubo.
5. Esperar 5 min. para que se desarrolle el color. Medir la absorbancia a
550 nm ajustando a cero con el tubo 1 (blanco).
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
En una hoja de papel milimetrado construir una gráfica de A550 (eje y)
frente a concentración de proteína (eje x) de las soluciones (tubos 2-5).
Marcar el eje de las x en g/l de proteína.
Determinar la concentración de las soluciones problema A y B
interpolando en la curva estándar los valores de las soluciones problema
A y B. Expresarlo en g/L
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Departamento de Biología Molecular. 2011. Prácticas de
Bioquímica. Facultad de Medicina. Universidad de Cantabria.
2. Barboza, E., Ortiz, G. y Salcedo, R. 2011. Manual de Prácticas de
Bioquímica. División Ciencias de la Vida. Universidad de
Guanajuato.
EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE LA ENZIMA
POLIFENOLOXIDASA
I. OBJETIVOS
1.1. Determinar la presencia de la enzima polifenoloxidasa en diversos
productos hortofrutícolas.
1.2. Determinar la actividad de la enzima polifenoloxidasa en función de
15
los factores de una reacción enzimática.
II. FUNDAMENTO
La reacción de pardeamiento está catalizada por el enzima
polifenoloxidasa. Los compuestos fenólicos existentes en productos como
la manzana, papas y otros, son oxidados a quinonas; estos compuestos
se polimerizan para dar pigmentos marrones denominados melanoidinos.
Entre las reacciones que ocurren en las células dañadas de algunos frutos
se encuentran aquéllas que involucran la oxidación de compuestos
fenólicos por medio del sistema enzimático llamado Polifenoloxidasas, que
dan como resultado la formación de productos finales de color
característico. El sistema enzimático polifenoloxidasa (E.C.1.10.3.2) es
también conocido como fenolasa, tirosinasa y catecoloxidasa. La naturaleza
de estas enzimas es de oxidorreductasas, se encuentran dentro del grupo
de las hidroxilasas y se considera que están asociadas principalmente con
los cloroplastos y otros plastos.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales y reactivos
pH-metro o papel pH, baño maría, espectrofotómetro, ácido cítrico,
bisulfito de sodio, agua destilada.
Manzana, papa u otro material biológico
Material de vidrio
3.2. Metodología
A. Efecto del tratamiento de los tejidos de manzana y su efecto en
la reacción de pardeamiento.
Cortar 3 rodajas de manzana de un espesor de aproximadamente 2 mm y
colocarlas en una placa petri por 15 minutos.
B. Efecto del calor en la reacción de pardeamiento
16
Cortar 3 rodajas de manzana de aproximadamente 2 mm de espesor e
inmediatamente colocarla en el baño maría a 80 0C durante 5 minutos y
otras 3 rodajas a 10 minutos e inmediatamente enfriarla y colocarla en
placas petri por 15 minutos. Tres rodajas de control serán tratadas sólo
con agua destilada.
C. Efecto del bisulfito de sodio y ácido cítrico en las reacciones de
pardeamiento
Colocar tres rodajas de manzana de 2 mm de espesor en una placa petri
y embeberla con bisulfito de sodio, en una segunda placa petri colocar
otras tres rodajas y embeberla con una solución de ácido cítrico y en una
tercera placa petri colocar tres rodajas de manzana y embeberla con
agua destilada (control). Controlar el tiempo por 15 minutos.
D. Evaluación
Licuar las rodajas de los experimentos A, B y C con 20 mL de agua
destilada, filtrarla y regular su %T o A a una λ de 475 nm
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Connie, M., Weaver and James, R. Daniel 2005. The Food
Chemistry Laboratory CRC PRESS London.
2. Fennema,O. 2000. Química de los Alimentos Edit. Acribia S.A.
Barcelona- España.
3. Salfield, J.R. 1977 Prácticas de Ciencia de los Alimentos. Edit
ACRIBIA, S.A. Zaragoza-España.
DETERMINACION DE LA ACTIVIDAD DE LA CATALASA
I. OBJETIVOS:
Determinar la actividad de la catalasa y la eficiencia de inactivación de
enzimas (peroxidasa y catalasa) en productos alimenticios.
II. FUNDAMENTO:17
Las enzimas son proteínas y una característica de éstas es ser
termolábiles, es decir se destruyen por el calor. Esta destrucción por el
calor significa pérdida de su actividad como enzima.
La peroxidasa y catalasa son enzimas ampliamente difundidas en
productos vegetales. Su control, habitualmente utilizado por los
fabricantes, es realizado mediante un escaldado con agua caliente o con
vapor vivo; también puede utilizarse tratamientos con dióxido de azufre o
sus sales o una combinación de escaldado y sulfitado. Los sulfitos
resultan particularmente útiles para inhibir la actividad peroxidasa.
Peroxidasa: Enzima resistente al calor y su inactivación asegura la
destrucción de los más lábiles. Temperatura de escaldado 77 - 82oC .
Catalasa: Enzima de control para hortalizas que modifican su sabor y
textura a temperaturas altas. Temperatura de escaldado 60-65oC.
La catalasa es una enzima que tiene el grupo prostético hemo (presenta
hierro en el centro de su esqueleto fundamental porfirítico) y actúa sobre
el peróxido de hidrógeno resultante de la oxidación del glicolato en los
peroxisomas durante la fotorrespiración en las hojas.
III. MATERIALES Y METODOS:
3.1. Materiales
Muestras, manómetro, mortero, peróxido de hidrógeno, material de
vidrio y otros
3.2. Metodología
1. Pesar cuidadosamente 10 g de muestra
2. Colocarlo en un mortero y molerlo durante 2 min. Agregar de 5 a
10 ml de agua destilada y tomar 1 ml de la solución con una
pipeta y colocarla en una pequeña cápsula dentro del
erlenmeyer.
3. Pipetear 2 a 5 ml de solución de peróxido de hidrógeno al 3 % y
transferir al erlenmeyer sin que entre en contacto con el
contenido de la cápsula. Conectar el erlenmeyer al dispositivo
manómetro. Nivelar y tomar el erlenmeyer y agitarlo suave y 18
uniformemente por 2 min. para que la reacción tenga lugar.
Después de los dos minutos se lee en la pipeta el volumen de
oxígeno liberado.
4. Calcular el número de moles de oxígeno liberado según la
formula: PV=nRT
5. Calcular la actividad enzimática en unidades de catalasa. Una
unidad de catalasa, es un micromol de O2 liberado por minuto a
una determinada temperatura.
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES:
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Rodríguez, A. y Chang, M. 2009. Manual de prácticas de
fisiología vegetal. Universidad Nacional Agraria la Molina.
Departamento de Biología. Lima Perú.
19
ACTIVIDAD DE LA AMILASA
I. OBJETIVOS
Determinar la actividad de la enzima amilasa
II. FUNDAMENTO
La amilasa es un grupo de tres enzimas: alfa-amilasa, beta-amilasa y
almidón fosforilasa, las cuales rompen distintos enlaces de la molécula de
almidón degradándola hasta el nivel disacárido maltosa (glucosa +
glucosa). Luego, la maltosa puede ser degradada por la enzima maltasa
hasta el nivel de glucosa, la cual entra al proceso respiratorio para la
obtención de energía.
La amilasa se puede encontrar en diversos tejidos vegetales y en gran
cantidad en semillas, ya que degrada el almidón acumulado y a través de
la respiración se obtiene la energía necesaria (ATP) para los procesos
metabólicos durante el desarrollo del embrión hasta que la plántula forme
sus primeras hojitas y pueda fotosintentizar formando su propia fuente de
azúcares.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales
20
Tubos de ensayo, gradillas, pipetas, beakers, baño maría, mortero,
almidón, lugol, HCI 1 N, material vegetal: semilla de cebada en
germinación
3.2. Metodología
Pesar 10 g de semillas germinadas, molerlas y adicionar 100 ml de agua
destilada, filtrar, dejar reposar hasta que se separen dos .capas y separe
la superior, ésta constituye el extracto crudo de amilasa.
Tomar 5 tubos de ensayo enumérelos y colocar 5 ml de almidón al 1 %
(sustrato). Agregue a cada tubo 1 ml de amilasa (enzima), tenga cuidado
en tomar el tiempo desde que empieza la reacción enzima-sustrato, trate
de realizar esta operación rápidamente para que la reacción empiece casi
al mismo tiempo en todos los tubos. Agite con cuidado y deje reposar.
Finalizado el tiempo de reacción previsto para cada tubo (0, 5, 10, 15 y 20
minutos) agregue al instante 2 ml de ácido clorhídrico y agite. Tenga en
cuenta que para el tiempo cero esta operación debe ser casi simultánea
con la anterior. Todas estas operaciones deben realizarse con los tubos
de ensayo dentro del medio que proporciona la temperatura deseada:
alta (dentro de un vaso de agua caliente), baja (dentro de un vaso de
agua fría) o a temperatura ambiente.
Finalmente agregue 1 gota de lugol a cada tubo y adicione agua destilada
hasta completar 10 ml y observe la gradiente en las distintas
temperaturas.
IV. BIBLIOGRAFIA
1. Rodríguez, A. y Chang, M. 2009 Manual de prácticas de fisiología
vegetal. Universidad Nacional Agraria la Molina. Departamento de
Biología. Lima Perú
21
22
SEMINARIO:
PROBLEMAS DE CINÉTICA ENZIMÁTICA
MEDIDA DE LA INTENSIDAD RESPIRATORIA POR EL METODO
MANOMETRICO SIMPLE
I. OBJETIVO
Demostrar el intercambio gaseoso en el proceso de respiración mediante
la medida de la intensidad respiratoria por el sistema manométrico
simple.
II. FUNDAMENTO
La respiración es un proceso catabólico oxidativo que utiliza el oxígeno
atmosférico y libera anhídrido carbónico y energía de los sustratos
respiratorios que se consumen en dicho proceso.
La respiración puede ser medida por el volumen de anhídrido carbónico 23
producido y un método sencillo aunque no muy preciso pero satisfactorio,
para demostrar intercambio gaseoso en la respiración, consiste en captar
el anhídrido producido en la respiración por una solución de hidróxido de
sodio.
El volumen de oxígeno consumido se puede medir mediante un sistema
manométrico simple.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales:
Sistema Manométrico simple, granos de semillas en germinación
NaOH 10 normal
3.2. Metodología:
Será explicado por el profesor
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Fennema,O. 2000. Química de los Alimentos Edit. ACRIBIA S.A.
Barcelona- España.
2. Rodríguez, A. y Chang, M. 2009 Manual de prácticas de
fisiología vegetal. Universidad Nacional Agraria la Molina.
Departamento de Biología. Lima Perú.
24
FERMENTACIÓN LÁCTICA
25
I. OBJETIVO
1. Demostrar la transformación de la lactosa en ácido láctico
2. Cuantificar el ácido láctico producido por las bacterias del yogurt
II. FUNDAMENTO
La Lactosa, azúcar de la leche, es fermentada por bacterias acido lácticas
para producir ácido láctico. La fermentación láctica es un proceso
anaeróbico, mediante el cual la glucosa es degradada hasta ácido láctico,
en bacterias acido lácticas y en el músculo. La secuencia de reacciones
degradativas comprende la vía de Embden-Meyerhoff, donde se forma
ácido pirúvico que se transforma en ácido láctico por medio de la enzima
lactato deshidrogenasa. La fermentación láctica se aplica en la
preparación de diversas leches lácticas, encurtidos y ensilado de forrajes.
La fermentación homoláctica es realizada principalmente por
streptococcus y algunas especies de Lactobacillus que transforman la
lactosa casi enteramente en ácido láctico. La fermentación heteroláctica,
es realizada principalmente por bacterias del género Leuconostoc y
algunas especies del género Lactobacillus que transforman la lactosa en
ácido láctico y otros productos como etanol, ácido acético y CO2.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales y reactivos:
2 erlenmeyer de 125 mL, probeta de 100 mL, bureta de 25 mL,
NaOH 0,5 N, fenolftaleína, leche y cultivo de yogurt (Streptococcus
lactis, Lactobacillus bulgaricus).
3.2. Metodología:
1. Pasteurizar aproximadamente 250 mL de leche entre 60 a 90 0C
durante 10 minutos.
2. Enfriar la leche a aproximadamente 45 0C.
3. Medir aproximadamente 100 mL de esta leche y verter en un
erlenmeyer de 125 mL (blanco). Preparar otro matraz similar para
la muestra problema (muestra).26
4. Agregar aproximadamente entre el 2 al 5 % de yogurt a ambos
erlenmeyers, mezclar adecuadamente.
5. El blanco se coloca en una refrigeradora y la muestra se coloca
en una estufa o baño maría a 45 0C durante 4 horas.
6. Tomar muestras cada 2 horas de ambos erlenmeyers, temperar
al ambiente.
7. Determinar acidez total expresado en gramos de ácido láctico
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Cortes, R.. 2009. Manual de Prácticas de Biotecnología. Programa
de Biología. Universidad Autónoma de Ciudad Juárez. México.
FERMENTACION ALCOHOLICA
I. OBJETIVOS27
1.1. Observar y estudiar el proceso de fermentación alcohólica utilizando
como sustrato zumo de productos vegetales
1.2. Obtener un metabolito primario (alcohol) a partir de una fermentación
realizada por la levadura de Saccharomyces cerevisiae.
II. FUNDAMENTO
Durante el metabolismo de los carbohidratos, la glucosa resulta ser el sustrato
que más fácilmente es utilizado por las células con el fin de obtener energía
para realizar sus procesos de biosíntesis. En el músculo, la glucosa en
condiciones aeróbicas o anaeróbicas es transformada hasta dos moléculas de
piruvato, la cual en condiciones anaeróbicas es reducida hasta dos moléculas
de lactato. En las levaduras, caso de la Saccharomyces cerevisiae, similar
proceso sucede hasta piruvato, la cual en condiciones anaeróbicas es
transformada en dos moléculas de alcohol etílico y dos moléculas de dióxido
de carbono. En el primer caso el ciclo de conversión es denominado glucolisis
y en el segundo ciclo de E. M.P.
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales
Fermentador experimental, Potenciómetro, Brixómetro, densímetro, destilador
simple, Zumo de un producto vegetal, azúcar, solución de ácido cítrico
estándar.
3.2. Metodología
Será explicado por el profesor de práctica
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
Expresar sus resultados mediante un gráfico y la prueba de su destilación.
V. CONCLUSIONES
VI.CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Jagnow, G. y David, W. 1991. Bioctenología: inducción con
experimentos modelos. Edit. Acribia, Zaragoza-España.
28
DETERMINACION DEL PUNTO ISOELECTRICO DE LA CASEINA
I. OBJETIVOS
1.1. Determinar el punto isoeléctrico de la caseína utilizando el pH de
mínima solubilidad, para luego proceder a su extracción y
"purificación".
1.2. Determinar el perfil de pH versus adición de ácido cítrico estándar.
II. FUNDAMENTO
El punto isoeléctrico (pI) es el pH en que la carga neta total de una
molécula es igual a cero y no migra en un campo eléctrico. Un fenómeno
físico importante es que cuando una molécula está en su punto
isoeléctrico tiende a precipitarse, el cual representa un principio
importante de separación de proteínas. Para determinar el pI de una
proteína se usa la técnica del isoelectroenfoque, y si se conoce la
secuencia de una proteína, existen programas que permiten conocer el
punto isoeléctrico, como el EditSeq de DNA star. Debido a que una
proteína precipita en su punto isoeléctrico, en esta práctica
determinaremos el punto isoeléctrico aproximado de la caseína (proteína
mayoritaria en la leche) al colocarlos en soluciones con diferentes valores
de pH.
La caseína es la principal proteína de la leche y está presente en una
concentración de aproximadamente 35 g/L. No es un compuesto simple
sino una mezcla heterogénea de proteínas que contienen fósforo.
La mayoría de las proteínas muestran una solubilidad mínima en su punto
isoeléctrico y este principio se usa para separar la caseína y otras
proteínas que tienen similar comportamiento, es decir aquellas que
precipitan ajustando el pH progresivamente hasta llegar al punto
isoeléctrico. La caseína de la leche tiene su punto isoeléctrico a un pH de
4,6; además es también insoluble en alcohol lo cual permite remover la
grasa de las preparaciones.
30
III. MATERIALES Y METODOS
3.1. Materiales
pH-metro o papel pH
Leche descremada, ácido acético 0.01 N, ácido acético 0.1 N, ácido
acético 1N.
Material de vidrio
3.2. Metodología
Será explicado por el profesor de práctica
REACTIVO TUBO NÚMERO
(Volumen en
ml.)
1 2 3 4 5 6 7 8 9
H2O 8.4 7.8 8.8 8.5 8.0 7.0 5.0 1.0 7.4
HOAC 0.01M 0.6 1.2 - - - - - - -
HOAC 0.1 M - - 0.2 0.5 1.0 2.0 4.0 8.0 -
HOAC 1.0 M - - - - - - - - 1.6
Leche 1 1 1 1 1 1 1 1 1
pH
Observación
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
Cuadro de pH, adición de ácido cítrico estándar y observaciones.
Gráfica de pH versus adición de ácido cítrico estándar
Propiedades funcionales
V. CONCLUSIONES
VI. CUESTIONARIO
VII. BIBLIOGRAFIA
1. Fennema,O. 2000. Química de los Alimentos Edit. ACRIBIA S.A.
Barcelona- España.
2. http://www.upo.es/depa/webdex/quimfis/docencia/
31
biotec_FQbiomol/Practica3FQB.pdf. Octubre del 2011.
32
HOJA DE CONTROL DE LA ACTIVIDAD DE LOS ALUMNOS DURANTE LA
PRÁCTICA
PRÁCTICA FECHA:
APELLIDOS Y NOMBRES DEL ALUMNO
OBSERVACIONES33
CÁLCULOS/RESULTADOS
34
35