IMPLEMENTACION DE UNA BIOTECNOLOGIA PARA LA PRODUCCION

COMERCIAL DEL CALLO DE HACHA Atrina sp PARA SU REPOBLACIÓN Y

PRESERVACIÓN EN LA COSTA DE NAVOLATO, SINALOA

SIP 20060665

DIRECTOR M. EN C. ANA LAURA DOMINGUEZ OROZCO

IPN-CIIDIR-UNIDAD SINALOA

INTRODUCCIÓN

Las pinas (Hachas), especie sujeta a protección especial, presentan una alternativa para

la administración del pueblo mexicano, debido a su alto valor nutritivo, digestividad,

consumo directo, resistencia para su manejo y transporte. Por otra parte presentan la

capacidad de aprovechar al máximo el potencial biótico del medio natural siendo excelentes

transformadores de la productividad primaria, en consecuencia su cultivo no implica

aportación ni gastos ni insumos. Su costo de producción es bajo lo que justifica que estos

organismos puedan ser considerados prioritarios en los programas de acuacultura que han

de establecerse y desarrollarse en México. El producto que se comercializa es el músculo

aductor o callo en estado fresco enhielado, su consumo puede ser local, regional o nacional.

Se comercializa principalmente a los estados de Baja California, Sonora, Sinaloa, Jalisco,

Nuevo León, Estado de México y D. F. La producción de callo fresco de 1989 a 1994 varío

entre 28 y 79 ton. Estos trabajos son las primeras experiencias en la costa Norte de Sinaloa,

sobre el cultivo con semillas de hacha a partir de compra de larvas producidas en el

laboratorio. La importancia de este estudio consiste en presentar un panorama general de la

maricultura en la costa Norte de Sinaloa, los problemas asociados al cultivo y crecimiento

de la especie, así como reducir los efectos de la pesca sobre las poblaciones naturales ya sea

por limitar la sobrepesca actual o por la repoblación de las áreas ya sobreexplotadas (Arizpe

y Félix, 1986; Herrera, 1995; Singh-Cabanillas y Michel-Guerrero, 2001; Ahumada et al.,

2002; Rodríguez-Jaramillo, 2004).

Figura 1. Morfología externa del callo de hacha Atrina maura. .

OBJETIVO GENERAL

Determinar una técnica de engorda eficiente para el crecimiento y la supervivencia

del callo de hacha Atrina sp en la Laguna Ensenada Pabellón (El Castillo),

Navolato, Sinaloa.

OBJETIVOS ESPECIFICOS

1.- Conocer los mecanismos biológicos básicos para el desarrollo del cultivo del

callo de hacha Atrina sp. en condiciones naturales.

2.- Analizar las condiciones del cultivo en relación con los factores físicos-

químicos, tales como turbidez, temperatura, pH, oxígeno disuelto, salinidad,

nitritos y nitratos.

3.- Analizar los parámetros poblacionales como: tasa de crecimiento, mortalidad y

supervivencia en las diferentes etapas de crecimiento del callo de hacha Atrina sp.

4.- Conocer algunos de los mecanismos ecológicos responsables de inducir

cambios en la mortalidad y supervivencia del callo de hacha Atrina sp durante la

fase de cultivo.

5.- Proporcionar capacitación teórica y práctica a los alumnos de biología o

acuacultura, para que al término de la carrera formen sociedades cooperativas

atrineras.

6.- Contribuir a que la Laguna Ensenada Pabellón, Navolato, Sinaloa, recupere su

producción de callo de hacha a través de ésta técnica de cultivo.

7.- Proporcionar campo de trabajo para que los alumnos realicen su servicio

social, prácticas profesionales y elaboración de tesis profesional.

METODOLOGÍA

Área de estudio El sistema Altata-Pabellón se localiza en la costa central del Estado de

Sinaloa entre los 24°20' y 24°35' latitud N, y los 107°20' y 107°55' longitud O.

Posee una extensión de 22,000 ha. La Laguna Ensenada Pabellón abarca 13,400

ha, longitud de 28 km, ancho máximo de 13 km, con un valor promedio de 10 km y

profundidad media de 1.5 km. La bahía Altata, tiene 8,800 ha de superficie,

longitud 27 km, ancho máximo 5 km, con valor medio de 2 km y una profundidad

promedio de 5 m. Posee una plataforma de barrera interna. Comunica con el mar

por medio de una boca central con el Océano Pacífico. Al este se comunica

Lucernilla y la costa. Su principal afluente es el Río Culiacán. El clima

predominante es cálido, subhúmedo con lluvias en verano, con precipitación

media anual de 716 mm y temperatura media anual de 25ºC. Las especies de

importancia pesquera son: camarón, hacha, lisa, róbalo, pargo, mero, mojarra y

curvina (Secretaría de Agricultura y Recursos Hidráulicos, 1979).

Obtención de ejemplares Veinticinco mil pinas pesa aproximadamente no más de 3 k. (previamente

certificadas) utilizadas en el cultivo experimental, se obtuvieron del laboratorio Sea

Farmer’s, S. A. de C. V., situado en el predio Las Salinas, ejido La Despensa,

Ahome, Sinaloa, México. Las pinas se transportaron en seco y frías, soportando

sin problema un viaje de 48 horas fuera del agua (figura).

Figura 2. a) Instalaciones de laboratorio, b) fijación de la semilla, c) empaquetamiento y trasporte de la semilla. Cultivo experimental La siembra de los organismos se realizo en el mes de marzo, dichos

organismos fueron repartidos en porciones iguales, para ser depositadas dentro

de bolsas o costales de malla con una luz de 2-3µ, las cuales fueron colocadas

dentro de las canastas Nestier, para formar un módulo que contenga 2 canastas

de protección y 3 de engorda. Las canastas de protección se colocaron en la parte

superior e inferior del modulo, en la cual la canasta superior lleva puesto un corcho

que permitirá al modulo mantenerse en suspensión, una vez formado fueron

llevados y atados a un sistema de "Long-line" en lancha de motor. Al paso de un

mes se criba el producto y los organismos de tamaño superior a 6 mm fueron

transferidos a canastas Nestier. La Semilla de tamaño inferior permaneció dentro

de las canastas en bolsas de malla al sistema "long-line". Esta operación de criba

se repite de dos a tres veces hasta acabar con el lote (Figura 3).

Figura 3. a) Distribución de la semilla, b) siembra de la semilla en costales de tela mosquitera, c) colocación de los módulos en la línea madre. d) línea madre.

Mantenimiento de los módulos de cultivo Durante el periodo de engorde las canastas fueron limpiadas quincenalmente,

para evitar la presencia de organismos epífitos que pudieran afectar al callo, como

lo son: algunos crustáceos, peces, moluscos, algas y esponjas. Este proceso

consistía en sacar los módulos atados al “Long-line” y llevarlos a la orilla del

estero, con la ayuda de una lancha de motor, esto para limpiar canastas, bolsas y

las pinas, utilizando una espátula y cepillo principalmente. Simultáneamente se

revisaba el estado físico de los mismos para detectar la presencia de

depredadores y / o competidores, al momento de llevar a cabo la tarea anterior se

colectaban los organismos muertos presentes en las canastas, para así

determinar la tasa de mortalidad (Figura 4 a - d).

Figura 4. a) extracción de los módulos de la línea madre. b y c) limpieza y mantenimiento de los módulos. d) material de limpieza y formación de módulos. Sistema de parques Esta es la segunda etapa del cultivo la cual consiste en sembrar las pinas

directamente sobre el subsuelo, en una especie de corral o cerco. Al paso de

nueve meses, las pinas fueron, sembradas o adecuadas en los sistemas de

parques o corrales cuyas medidas eran a lo largo 1 metro con 70 cm., de ancho 6

metros con 60 cm., y luna altura de 13 metros con 10 cm. La malla que se utilizo

para formar el parque fue fardo de 3 pulgadas para pescar camarón, se utilizaron

3 postes a lo ancho y 5 a lo largo con una distancia de 3 metros con 30 cm entre

poste y poste, las pinas fueron clavadas en la arena a 20 cm. de distancia cada

una, permaneciendo así, hasta el momento de la cosecha (Figura 5 a y b).

Figura 5. a) y b) Siembra del callo de hacha en los sistemas de parques.

El tiempo de engorda necesario para obtener un callo de hacha de talla comercial

fluctúa de 11 a 16 meses, según la época del año y las características del lote de

semilla sembrada.

Parámetros físicos Durante el periodo del cultivo se mediron in situ quincenalmente, los siguientes

parámetros físicos: la temperatura y el oxígeno disuelto usando un oxímetro (YSI,

55/12FT, Ohio4587), un refractómetro de precisión (Atago, S/Mill) para la

salinidad, el potencial de hidrógeno (pH) se mediron con un potenciómetro

(Hanna, HI 8314), la transparencia se determino con un Disco de Secchi y para la

temperatura ambiente se utilizo un termómetro (Brannan 76mm inmersión de -20 a

10 ºC) (Hernández,2006; Sandoval, 2006) (Figura 6 a,b,c y d).

Figura 6. Toma de parámetros físicos: a) salinidad, b) oxigeno disuelto y temperatura, c) pH, d) transparencia y profundidad

Parámetros químicos Quincenalmente se tomaron muestras superficiales de agua para la

determinación de nutrientes (nitritos, nitratos, fosfatos, silicatos), coliformes

fecales, coliformes totales, clorofila “a”, sólidos suspendidos totales y materia

orgánica particulada; las cuales fueron almacenadas y transportadas en hieleras al

laboratorio de análisis ambiental del CIIDIR-IPN-Unidad Sinaloa para su posterior

análisis. Para obtener material de apoyo en la cuantificación taxonómica, se

realizaron arrastres horizontales con una red cónica de luz de malla de 63 up

(Figura 25 a, b, c, d). Las muestras recolectadas se fijaron con una solución de

lugol al 1% y posteriormente con formol al 4% neutralizado con borato de sodio

Figura 7(Magaña-Álvarez, 2004; Ulloa, 2005).

Figura 7. Toma de muestras para la determinación de: a) Coliformes totales y fecales muestra

b) Nitritos y nitratos

Determinación de nutrientes Los análisis de agua se llevaron a cabo en el Laboratorio de Análisis Ambiental

del CIIDIR-IPN-Unidad Sinaloa. Las muestras para la determinación de nutrientes

se analizaron de acuerdo a la metodología y recomendaciones de Strickland y

Parsons (1972). La determinación del amoniaco se llevó a cabo inmediatamente

después del muestreo siguiendo el método de Solórzano (1969), la de los nitratos

según la técnica de Morris y Riley (1963) modificada por Grasshoff (1964).

Para los nitritos se siguió el método de Shinn (1941) aplicado al agua de mar por

Bendschneider y Robinson (1952). Para el fósforo reactivo se siguió la

metodología de Murphy y Riley (1962), mientras que el silicato reactivo se

determinó de acuerdo a Riley (1963). Todas las lecturas de los nutrientes se

realizaron en un espectrofotómetro Termo Spectronic Genesys 2.

Para la determinación de sólidos suspendidos totales (SST) y materia orgánica

particulada (MOP) se siguieron las técnicas propuestas en APHA (1995), y para

normalizar el efecto de la salinidad y temperatura sobre las concentraciones de

oxígeno, se obtuvo el porcentaje de saturación de este gas según lo recomendado

por Riley y Chester (1989).

Las muestras de agua para determinar clorofila “a” (Cla) fueron filtradas con

filtros de fibra de vidrio Whatman (GF/F 0.7 µm), los cuales se congelaron a -20° C

hasta efectuar la extracción del pigmento con acetona al 90% durante 24 horas,

según lo recomendado por Strickland y Parsons (1972). Los cálculos de la

concentración de Cla se realizaron de acuerdo a las ecuaciones de Jeffrey y

humphrey (1975).

Parámetros biológicos Los parámetros biológicos consistirán en mediciones quincenales de

mortalidad, y quincenales de crecimiento.

a) b)

Mortalidad El porcentaje de mortalidad se registró, cuantificando quincenalmente el

número de organismos muertos en cada módulo hasta el término de estudio

(Figura 8 a y b).

Figura 8. a) Cuantificación de la mortalidad. b) Organismos muertos.

Crecimiento

De acuerdo a Galtsoff (1964), quincenalmente se midieron in situ 50

organismos de la especie A.maura. Las biometrías se realizaron con un Vernier

digital (Mitutuyo, CD-8” CS) para determinar longitud, largo y ancho de la concha.

Se utilizó una balanza granataria (OHAUS, Scout Pro SP 2001) para el peso

húmedo total o peso vivo (Figura 9 a y b).

Figura 9. a) y b) Biometría y peso húmedo total de los organismos.

Análisis de materia orgánica

a) b)

Perdidas por ignición.- El material molido y seco a peso constante fue calcinado

a 550ºC en una mufla marca Lindberg/blue (modelo: BF51748A), durante una hora,

enfriado en un desecador y pesado nuevamente, la diferencia de peso se empleó

para calcular el porcentaje de material perdido por ignición (Paez-Osuna et al., 1984)

y (Dean, 1974).

Granulometría Las muestras de sedimento fueron secadas a temperatura ambiente,

posteriormente se pesó 10 g del sedimento seco y se pasó por seis tamices con luz

de malla de 2.00, 1.00, 5.00, 250, 125 y 63 micras respectivamente, para que la

muestra se disperse y se separen las partículas de arena y limo. Se pesan y se secan

la proporción de cada tipo de sedimento, buscado los porcentajes en el triangulo de

textura Figura 10 (Folk., 1968).

Tabla.

U.S Standard mm ø Guijarro o guija

10 2.00 1.0 Granulo

18 1.00 0.0 Arena muy gruesa

35 0.50 1.0 Arena gruesa

60 0.25 2 Arena media

120 0.125 3 Arena fina

230 0.0625 4 Arena muy fina

Figura 10. Determinación de materia orgánica y granulometría.

Índice de condición fisiológica

Mensualmente se colectaron 10 individuos, los cuales fueron trasportados al

laboratorio. Estos fueron limpiados de organismos epibiónticos, materia orgánica e

inorgánica. Su peso húmedo total fue registrado en una balanza analítica (plus

OHAUS AP210) de 1/100 g de precisión. Posteriormente estos fueron sacrificados

para separar el tejido blando de la concha. El peso seco, tanto de la concha como el

tejido blando, se obtuvo colocando las muestras en crisoles previamente tarados y

secados en una estufa (Riossa EC-41) a 100ºC durante 24 horas. Los pesos secos de

la concha y la carne se cuantificaron en la balanza analítica de 1/100 g de precisión

(Figura 11 a - b). La relación peso seco carne-peso seco concha fue utilizado como

índice de condición fisiológica. Algunas de las características de este índice son: La

eliminación de las fluctuaciones del contenido de agua en los organismos y

proporciona información del estado fisiológico de los organismos cultivados. Este es

un índice ampliamente usado para bivalvos en cultivo. Un valor bajo de este índice

indica un mayor esfuerzo biológico realizado por parte del organismo, teniendo un

gasto elevado de energía para su mantenimiento en condiciones ambientales

inadecuadas, enfermedades, o por la producción y expulsión de gametos (Lucas and

Beninger, 1985). Para su cálculo se utilizó la siguiente formula:

Peso seco tejido blando (g) I.C.F. = ------------------------------------ X 100

Peso seco tejido concha (g)

Figura 11. Determinación del Indice de condición fisiológica en el callo de hacha Atrina maura

RESULTADOS Parámetros físico químicos

Durante el cultivo callo de hacha la temperatura ambiente promedio fue de

28.5 °C, registrándose la temperatura mínima en el mes de marzo (23° C) y la

máxima en el mes de septiembre (30.66°C) Figura 12.

05

10152025303540

Mar-06

Abr-06

May-06

Jun-0

6Ju

l-06

Ago-06

Sep-06

Oct-06

Nov-06

Dic-06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-0

7Ju

l-07

Meses de cultivo

Tem

pera

tura

Am

bien

te (C

°)

Figura 12. Variación de la temperatura ambiente durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

Con lo que respecta a la temperatura del agua, los valores mínimos se

presentaron en los meses de diciembre y enero (21.6°C), y el valor máximo en el

mes de junio (30.8°C) Figura 13.

05

101520253035

Mar-06

Abr-06

May-06

Jun-06

Jul-06

Ago-06

Sep-06

Oct-06

Nov-06

Dic-06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-07

Jul-07

Meses de Cultivo

Tem

pera

tura

del

agu

a(°C

)

Figura 13. Variación de la temperatura ambiente durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

En cuanto a la salinidad, durante el cultivo de callo de hacha el valor mínimo se

registró en el mes de septiembre (32.66 ppm), y el valor máximo se registro en el

mes de junio (40 ppm) Figura 14.

05

1015202530354045

Mar-06

Abr-06

May-06

Jun-06

Jul-06

Ago-06

Sep-06

Oct-06

Nov-06

Dic-06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-07

Jul-07

Meses de cultivo

Salin

idad

(ml/l

)

Figura 14. Variación de la salinidad (ppm) durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

Durante el periodo de cultivo, el oxígeno disuelto presentó el valor máximo

en el mes de agosto (11.6 mg/l), y el valor mínimo se registro en el mes de junio

(4.76mg/l) Figura 15.

02468

101214

Mar-06

Abr-06

May-06

Jun-06

Jul-06

Ago-06

Sep-06

Oct-06

Nov-06

Dic-06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-07

Jul-07

Meses de cultivo

Oxí

geno

dis

uelto

(mg/

l)

Figura 15. Variación del oxígeno disuelto (mg/l), durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

En cuanto al potencial de hidrogeno el valor máximo se presento en el mes de

julio (9.03), y el valor mínimo se registró en el mes de noviembre (7.9) Figura 16.

7

7.5

8

8.5

9

9.5

Mar

-06

Abr

-06

May

-06

Jun-

06

Jul-0

6

Ago

-06

Sep

-06

Oct

-06

Nov

-06

Dic

-06

Ene

-07

Feb-

07

Mar

-07

Abr

-07

May

-07

Jun-

07

Jul-0

7

Meses de cultivo

Pot

enci

al H

idro

geno

Figura 16. Variación del potencial de hidrogeno durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

Con lo que respecta a la profundidad se obtuvieron los siguientes

resultados, el valor máximo se registro en el mes de agosto con 4.46 metros, y el

valor mínimo registrado fue de 1.3 metros en el mes de diciembre, Figura17.

0

1

2

3

4

5

6

Mar-06

Abr-06

May-06

Jun-06

Jul-06

Ago-06

Sep-06

Oct-06

Nov-06

Dic-06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-07

Jul-07

Meses de Cultivo

Prof

undi

dad

(m)

Figura 17. Variación de la profundidad (m), durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

La transparencia presento un valor máximo de 2.1 metros en el mes de

febrero, su valor mínimo fue de 1 metro registrándose en los meses de febrero a

julio, Figura18.

0

0.5

1

1.5

2

2.5

Mar-06Abr-

06

May-06

Jun-0

6Ju

l-06

Ago-06

Sep-06Oct-

06

Nov-06Dic-

06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-07

Jul-0

7

Meses de cultivo

Tran

spar

enci

a (m

)

Figura 18. Variación de la transparencia (m), durante el cultivo de callo de hacha Atrina maura

Parámetros químicos

En relación a las formas nitrogenadas, nitratos (NO3), nitritos (NO2), y amoniaco

(NH4), fueron agrupados y reportados como nitrógeno inorgánico disuelto (NID).

Los valores obtenidos oscilaron entre 0.61 y 32.31 µM registrándose el valor

mínimo en el mes de agosto y el máximo en el mes de enero, Figura 19.

0,005,00

10,0015,0020,0025,0030,0035,00

mar-06

abr-06

may-06

jun-06

jul-06

ago-06

sep-06

oct-06

nov-06

dic-06

ene-07

feb-07

mar-07

abr-07

may-07

jun-07

jul-07

ago-07

MESES DE CULTIVO

NID

(µM

at/L

)

Figura 19. Concentración de Nitrógeno Inorgánico Disuelto (NID) durante el ciclo de cultivo callo de hacha, Atrina maura.

La variación de fosfatos (Po4) registradas durante el ciclo de cultivo,

obteniendo la concentración mayor (1.94µM) en el mes de marzo 2006 y la

concentración menor (0.6 µM) en el mes de diciembre, Figura 20.

0,000,501,001,502,002,50

mar-06

abr-06

may-06

jun-06

jul-06

ago-06

sep-06

oct-06

nov-06

dic-06

ene-07

feb-07

mar-07

abr-07

may-07

jun-07

jul-07

ago-07

MESES DE CULTIVO

PO4(

µM a

t/L)

Figura 20. Concentración de fosfato (Po4) durante el ciclo de cultivo Callo de hacha, Atrina maura.

En lo que respecta a los silicatos (Sio³) se observó un amplio rango de

variación, el valor mínimo (7.19 µM) se registró en el mes de agosto 2007 y el

valor máximo (32.99µM) se presentó en el mes de julio 2006, Figura 21.

0,005,00

10,0015,0020,0025,0030,0035,00

mar-06

abr-06

may-06

jun-06

jul-06

ago-06

sep-06

oct-06

nov-06

dic-06

ene-07

feb-07

mar-07

abr-07

may-07

jun-07

jul-07

ago-07

MESES DE CULTIVO

SiO

3 (µM

at/L

)

Figura 21. Concentración de silicato (Sio³) durante el cultivo de callo de hacha, A. maura.

En cuanto a los valores mínimos de coliformes fecales (CF) (<2 NMP/100

ml), se obtuvieron durante la temporada otoño primavera (Oct.06-May 07),

mientras los valores máximos (93 NMP/100 ml) se registraron en el mes de julio

Figura 22.

0

20

40

60

80

100

mar-06

abr-06

may-06

jun-06

jul-06

ago-06

sep-06

oct-06

nov-06

dic-06

ene-07

feb-07

mar-07

abr-07

may-07

jun-07

jul-07

ago-07

MESES DE CULTIVO

CF

(NM

P/10

0 M

L)

Figura 22. Concentración de coliformes fecales (CF) durante el ciclo de cultivo de callo de hacha, A.maura.

Los valores mínimos de coliformes totales (CT) (<2 NMP/100 ml), fueron

registrados durante los meses octubre 2006- junio 2007, por otro lado los valor

máximo (240 NMP/100 ml), se registró en el mes de septiembre 2006, Figura 23.

050

100150200250300

mar-06

abr-06

may-06

jun-06 jul-06 ago-06

sep-06

oct-06

nov-06

dic-06 ene-07

feb-07 mar-07

abr-07

may-07

jun-07 jul-07 ago-07

MESES DE CULTIVO

CT

(NM

P/10

0 M

L)

Figura 23. Concentración de coliformes totales (CT), durante el cultivo de callo de hacha, Atrina maura.

En lo referente a las concentraciones de biomasa fitoplanctónica (Cla), la

concentración máxima registrada fue 4.54 mg/l en el mes de agosto 2007,

mientras que el valor mínimo (1.23 mg/l) en el mes de enero 2007, Figura 24.

012345

mar-06

abr-06

may-06

jun-06

jul-06

ago-06

sep-06

oct-06

nov-06

dic-06

ene-07

feb-07

mar-07

abr-07

may-07

jun-07

jul-07

ago-07

MESES DE CULTIVO

Cl a

(mg/

m3 )

Figura 24. Concentración de clorofila a (Cla), durante el cultivo de callo de hacha, A. maura.

Parámetros de crecimiento

Los resultados obtenidos durante el periodo de cultivo, en cuanto a crecimiento

los organismos presentaron longitudes que van desde 106.25 cm de longitud,

188.2 cm de largo, 34.69 cm de ancho y un peso de 251.27 g, Figura 25.

0

50

100

150

200

250

300

Mar-06

Abr-06

May-06

Jun-06

Jul-06

Ago-06

Sep-06

Oct-06

Nov-06

Dic-06

Ene-07

Feb-07

Mar-07

Abr-07

May-07

Jun-07

Jul-07

LONGITUD LARGO ANCHO PESO

Figura 25. Crecimiento promedio mensual en función de la longitud, largo, ancho y peso total durante el periodo de cultivo de callo de hacha Atrina maura.

Índice de condición fisiológica (ICF)

Se realizó un solo índice de condición fisiológica al termino del cultivo, en este

ICF registró para los callos de hacha un promedio de

Granulometría

El resultado obtenido de las nueve muestras tomadas alrededor y centro del

parque de cultivo, muestra que el tipo de suelo del estero y el parque es arena fina

en todo el lugar.

Mortalidad La tasa de mortalidad total para los organismos, fue de 28.43% durante el ciclo

de cultivo (mar06-jul07), registrándose los mayores valores de mortalidad el mes

de abril del 2006.obteniendo una sobrevivencia total del 71.57%.

Fauna acompañante Los principales grupos de organismos epibiontes o competitivos encontrados

dentro del cultivo fueron representados por crustáceos (miscidáceos y balanos),

algas (macroalgas), cnidarios (esponjas), moluscos (mejillón, almeja catarina,

ostión de mangle y crepídulas) y peces (pargo, cochito, mariposa) y los principales

depredadores que se encontraron a lo largo del cultivo fueron algunos organismos

de los phyllum Anéllida (Polydora) y Arthropoda (Callinectes) (Figura).

CONCLUSIÓN

• Los resultados preliminares indican que el método de cultivo (Canastas en

suspensión) son favorables para el crecimiento de esta especie durante los

primeros cuatro meses de engorda, haciendo necesario implementar

posteriormente la segunda fase de cultivo en un sistema de parques.

• Los principales factores que afectan el crecimiento y la sobrevivencia de

Atrina maura durante el cultivo fue la temperatura y la presencia de

depredadores.

• Hasta el momento la tecnología (Long-line) aplicada en el cultivo de A.

maura, es factible para los primeros cinco meses de cultivo.

• Es recomendable implementar a partir del quinto mes la segunda parte del

cultivo, la siembra del callo de hacha en el sustrato o en parques.

• El sistema lagunar donde se lleva a cabo el cultivo presenta las condiciones

necesarias para el desarrollo de esta especie.

IMPACTO Se colaboró con la Sociedad Cooperativa Pesquera, ubicada en el Campo

Pesquero, Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.

REFERENCIAS Ahumada-Sempoal, M. A, S. J., Serrano-Guzmán y Ruiz-García, N. (2002).

Abundancia, estructura poblacional y crecimiento de Atrina maura (Bivalvia:

Pinnidae) en una laguna costera tropical del Pacífico mexicano. Rev. Biol. Trop.

50(3/4): 1091-1100

Arizpe, C.O. y U.R. Félix. 1986. Crecimiento de Pinna rugosa (Sowerby 1835)

en le Bahia de la Paz, Mexico. An. Inst. Cienc. Del Mar y Limnol. UNAM. 13 (2):

167-172.

Herrera, M. A. 1995. Cultivo del callo de hacha (Atrina maura), en el noroeste

de México. Rev. Alternativas: 10

Rodríguez Jaramillo M. C. (2004). Efecto de la temperatura sobre la

gametogénesis en el callo de hacha Atrina maura (sowerby, 1835) (Bivalvia:

pinnidae). Tesis de Maestria. IPN-CICIMAR-La Paz B. C. S. 92p.

Singh-Cabanilllas, J. y Michel-Guerrero, E. (2001). Aspectos biológicos del callo

de hacha, Pinna rugosa (Sowerby, 1835), en bahía Concepción, B.C.S. INP-CRIP-

La Paz B. C. S. 2p.