EDICIÓN 2015
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA
http://www.ehu.eus/es/web/quimicaorganica2/home
“Nunca consideres el estudio como una obligación, sino como una oportunidad para penetrar en el bello y maravilloso mundo del saber. “
Albert Einstein
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MANUAL DE LABORATORIO
CURSO TEÓRICO PRÁCTICO DE QUÍMICA ORGÁNICA I
QUÍMICO FARMACÉUTICO INDUSTRIAL
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PROGRAMA DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA ORGÁNICA I
NOMBRE DE LA PRÁCTICA
Introducción al laboratorio de química orgánica
1. Separación de una mezcla ternaria por destilación 2. Recristalización 3. Extracción líquido – líquido
4. Cromatografía 5. Síntesis a microescala de ácido fumárico
6. Síntesis de dibenzalacetona (Reacción de Claisen-Schmidt)
7. Poder reductor, formación de osazonas y síntesis de pentaacetato de -D-glucosa
8. Hidrólisis de una proteína y ensayos para aminoácidos
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DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA. QUÍMICO FARMACÉUTICO INDUSTRIAL
TEMARIO DE QUÍMICA ORGÁNICA I 1. Características estructurales de los compuestos orgánicos. (6 horas) 1.1 Características del átomo de carbono y su importancia en la formación de
compuestos orgánicos. 1.2 Naturaleza del enlace en compuestos orgánicos. 1.2.1 Electronegatividad, polarizabilidad, momento dipolar, efecto inductivo: concepto
y factores que los afectan. Ejemplos comparativos. 1.2.2 Longitud, ángulo y energía de enlace: concepto y factores que los afectan.
Ejemplos comparativos. 2. Grupos funcionales y nomenclatura de los compuestos orgánicos. (14
horas) 2.1 Isomería estructural (isomería de posición, de esqueleto y de grupo funcional). 2.2 Grupos funcionales: concepto e importancia en compuestos de interés
farmacológico. 2.3 Nomenclatura trivial y sistemática. 3. Propiedades fisicoquímicas de los compuestos orgánicos. (10 horas) 3.1 Interacciones moleculares: tipos y su importancia en las propiedades
fisicoquímicas de los compuestos orgánicos. 3.1.1 Interacciones de van der Waals. 3.1.2 Interacciones dipolo-dipolo. 3.1.3 Interacciones por puente de hidrógeno. 3.2 Relación entre las interacciones moleculares y las propiedades físicas de los
compuestos orgánicos. 3.3 Aplicación de los conceptos anteriores a los métodos de separación y
purificación de compuestos orgánicos. 4. Propiedades ácido-base de los compuestos orgánicos. (14 horas) 4.1 Principales teorías ácido-base. 4.2 Efectos estructurales y efectos electrónicos positivos y negativos. 4.3 Efectos mesoméricos positivos y negativos. 4.4 Efectos estéricos y por puente de hidrógeno. 4.5 Constantes de acidez y basicidad de compuestos orgánicos. Ejemplos
comparativos. 4.6 Ejemplos de reacciones ácido-base en compuestos orgánicos. 4.7 Electrofilia y nucleofilia concepto y factores que los modifican 5. Estereoquímica. (14 horas) 5.1 Representación espacial y modelos de proyección de los compuestos
orgánicos. 5.2 Análisis conformacional de compuestos orgánicos lineales y cíclicos. 5.3 Análisis configuracional (estereroisomería óptica). 5.3.1 Simetría molecular. Elementos de simetría molecular. 5.3.2 Isómeros configuracionales (enantiómeros, diasterómeros y epímeros).
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5.3.3 Configuración absoluta y relativa. 5.3.4 Actividad óptica. Definición y aplicaciones. 5.3.5 Análisis conformacional de isómeros configuracionales. 5.4 Isomería geométrica. 5.4.1 En compuestos con enlaces múltiples. 5.4.2 En compuestos con enlaces sencillos (mono y biciclos). 6. Cinética, termodinámica y mecanismos de reacción. (7 horas) 6.1 Concepto de mecanismo de reacción. 6.2 Intermediarios de las reacciones químicas. 6.2.1 Carbocationes. 6.2.2 Carbaniones. 6.2.3 Radicales libres. 6.2.4 Carbenos. 6.2.5 Nitrenos. 6.2.6 Arinos. 6.3 Aspectos termodinámicos de las reacciones químicas. Energía libre de Gibbs,
entalpía y entropía. Equilibrio químico. 6.4 Aspectos cinéticos de las reacciones químicas. Velocidad de reacción. 6.4.1 Cinéticas de 1º y 2º orden. 6.4.2 Efectos del cambio de fuerza iónica. 6.4.3 Efectos del cambio de polaridad del disolvente. 6.4.4 Teoría del estado de transición. Curvas de energía potencial. La coordenada de
reacción. 6.4.5 Control cinético y termodinámico. 7. Compuestos carbonílicos. (11 horas) 7.1 Tautomería ceto-enólica. Enolatos. 7.2 Adición 1-2 reversible a carbonilos 7.2.1 Bisulfito. 7.2.2 Cianuro. 7.2.3 De alcoholes 7.3 Adición 1,2 irreversible. 7.3.1 Hidruros. 7.3.2 Organometálicos. 7.4 Adición-sustitución. 7.4.1 De alcoholes (cetales y acetales). 7.4.2 De tioles. 7.5 Adición-eliminación. 7.5.1 Reacciones con compuestos de fórmula general H2N-Y. 7.6 Reacciones irreversibles. 7.6.1 Wittig. 7.6.2 Claisen-Schmidt y procesos relacionados. 7.6.3 Reformatzki. 7.7 Adición 1,4 en sistemas carbonílicos alfa- beta-insaturados. 7.7.1 Adición de carbono (organocupratos). 7.7.2 Adición de nitrógeno. 7.7.3 Adición 1,2 vs 1,4
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7.8 Reacciones de Adición-Eliminación (Sustitución) sobre derivados de ácidos carboxílicos.
7.8.1 Nucleófilos heteroatómicos. 7.8.2 Interconversión de derivados de ácidos carboxílicos. 7.8.2.1 Catálisis básica. 7.8.2.2 Catálisis ácida. 7.8.3 Nucleófilos del carbono. 7.8.4 Otros nucleófilos hidruros, etc. 8. Carbohidratos. (12 horas) 8.1 Monosacáridos 8.1.1 Clasificación y estereoquímica. Aldosas y cetosas. 8.1.2 Formas cíclicas de los carbohidratos: Furanosas y piranosas. 8.1.3 Mutarrotación, anómeros 8.2 Reacciones de los monosacáridos. 8.2.1 Glicósidos. 8.2.2 Osazonas, oximas y cianohidrinas, extensión de la cadena carbonada. 8.2.3 Reacciones de oxidación. 8.2.4 Reacciones de reducción. 8.2.5 Acilación y alquilación de grupos hidroxilo. 8.3 Disacáridos. 8.4 Polisacáridos. 9. Aminas y aminoácidos. (14 horas) 9.1 Reacciones de aminas. 9.1.1 Formación de sales. 9.1.2 Alquilación. 9.1.3 Acilación. 9.1.4 Sulfonación. 9.1.5 Oxidación. 9.1.6 Nitrosación. 9.2 Preparación de aminas. 9.2.1 Por reducción. 9.2.2 La síntesis de Gabriel. 9.3 Aminoácidos. 9.3.1 Clasificación y estereoquímica. 9.3.2 Comportamiento ácido-base. 9.3.3 Síntesis de aminoácidos. 9.3.3.1 Síntesis de Strecker. 9.3.3.2 Con acetamidomalonato de dietilo. 9.3.4 Reacciones de aminoácidos. 9.3.4.1 Acilación. 9.3.4.2 Esterificación. 9.3.4.3 Con ninhidrina. 9.4 Péptidos. 9.4.1 Definición, enlace peptídico términos relacionados. 9.4.2 Determinación de la estructura de aminoácidos 9.4.2.1 Análisis de grupos terminales, el extremo N y el extremo C. 9.4.2.2 Hidrólisis de péptidos.
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9.4.3 Síntesis de péptidos 9.4.3.1 Concepto de grupo protector. 9.4.3.2 Protección y desprotección del grupo amino. 9.4.3.3 Protección y desprotección del grupo carboxilo. 9.4.3.4 Formación del enlace peptídico. 9.4.3.5 Síntesis en fase sólida.
REGLAMENTO INTERNO PARA LOS LABORATORIOS DEL DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA
I. GENERALIDADES. 1. Las disposiciones de este reglamento regirán todas las actividades de los laboratorios del
Departamento de Química Orgánica y serán obligatorias para los alumnos que cursen la
asignatura.
2. Los alumnos que deseen cursar el laboratorio, deberán reunir los requisitos que marca la
E.N.C.B. así como los estipulados en el presente reglamento:
a) Presentar orden de inscripción debidamente autorizada al profesor responsable, tan pronto
como sea expedida por la dirección de la escuela.
b) No será permitida la estancia a los alumnos que no porten bata.
c) Los alumnos que no mantengan el comportamiento adecuado en el laboratorio no podrán
permanecer en él.
d) Para abandonar temporalmente el laboratorio durante el desarrollo de la práctica, se deberá
solicitar el permiso correspondiente al profesor.
e) Al concluir la práctica, los alumnos deberán dejar completamente limpio su lugar de trabajo
y las áreas comunes como las campanas de extracción.
3. No se aceptarán alumnos condicionales.
4. Los alumnos a los que se les hayan autorizado baja en el curso, deberán presentar la
constancia correspondiente; de no hacerlo, el curso se considerará reprobado.
II. ORGANIZACIÓN.
1. La hora de entrada será la indicada en el horario de cada grupo, dándose una tolerancia
máxima de 15 minutos, después de los cuales se pasará lista y no se permitirá la entrada al
laboratorio. No habrá retardos.
2. El trabajo de laboratorio se realizará en el sitio indicado por el profesor.
3. Se formarán equipos de trabajo en el laboratorio, los cuales serán de dos o tres alumnos
según las características del grupo, siendo permanentes durante todo el curso.
4. El total de equipos formados por grupo, serán divididos en dos o tres secciones.
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5. La sesión de laboratorio iniciará con un seminario, en el cual se discutirá los resultados de la
práctica anterior, así como la práctica por realizar; posteriormente se desarrollará la parte
experimental de la misma.
6. Cada equipo contará con la cantidad necesaria de reactivos para la realización de la práctica.
No habrá reposición de los mismos, en caso de pérdida o accidente.
7. Cada equipo hará un vale al almacén, por el material que se requiera en la práctica, debiendo
hacer una revisión exhaustiva del mismo en el momento de recibirlo y reportando cualquier
anomalía al almacenista antes de entregar el vale.
8. En caso de ruptura o pérdida del material, se dará un plazo máximo de 15 días para
reponerlo; de no hacerlo oportunamente, no se permitirá la realización de prácticas, las
cuales serán calificadas con CERO. Si al final del semestre hay adeudo de material, la
calificación del curso será reprobatoria.
9. Todo asunto relacionado con el material, se deberá tratar directamente con el
almacenista.
10. Cada equipo deberá traer el siguiente material:
Cerillos, detergente, escobillones, franela, jerga, vaselina sólida, papel absorbente, aceite,
perilla de seguridad o jeringa, papel pH, espátula, 10 frascos ámbar 25 mL, perlas de
ebullición.
11. Al final de la práctica se entregará el material limpio; de no ser así, no será recibido por el
almacenista.
12. El material roto o restos de material quedará en poder del almacenista y será destruido en
presencia del alumno en el momento en que éste lo reponga en el almacén.
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III. EVALUACIÓN.
1. Para acreditar el curso teórico, el alumno deberá aprobar el curso práctico, para lo cual
requerirá:
a) Un mínimo de 80% de asistencias.
b) Calificación final mínima de seis.
c) No adeudar material
2. La evaluación del curso práctico se hará en la forma siguiente:
a) Se realizarán tres exámenes parciales. No habrá examen final ni reposición.
b) La calificación promedio de los seminarios, contará como un 4º examen parcial y el
promedio de calificaciones del trabajo de laboratorio, como un 5º examen parcial.
La calificación final del curso de laboratorio, será el promedio de estas 5 evaluaciones:
CF5
PTL PS E E E 321
CF. Calificación final
E. Examen Parcial
PS. Promedio de calificaciones de seminarios
PTL. Promedio de calificaciones del trabajo de laboratorio
Con la finalidad de apoyar el correcto desarrollo de los elementos de valuación que serán
considerados, se incluyen los documentos siguientes:
1) Ejemplo de un Diagrama de flujo
2) Rúbrica de evaluación del Diagrama de flujo.
3) Rúbrica de evaluación del Reporte de Laboratorio.
4) Rúbrica de evaluación de la exposición Oral.
PRÁCTICA NO. 3
OBTENCIÓN DE ALCOHOL BENCÍLICO Y ÁCIDO BENZOICO
REACCIÓN DE CANNIZARO
1) Disolver 2) Enfriar a T. amb
Agitar 1 hr.
T= 65°C
Disolver
Pasar a embudo de separación
Agregar a embudo de separación
Fase acuosa Fase orgánica
F. acuosa F. org
Si
No
F. org. F. acuosa
Decantar
Lavar con agua
F. org. F. acuosa
Residuo Destilado
F. org. F. acuosa
KOH 13.5 g H2O 12.5 mL
Agregar Benzaldehido 14.5 mL
Agregar 60 mL de H2O
Disolución de Benzoato de
potasio
Extracto 1
extractos
Lavar matraz de reacción
con 15 ml de éter
2 lavados c/10 mL de éter
¿Huele a
benzaldehído??
Lavar con 7 mL de
solución sat. de
NaHSO3
Lavar con 5
mL de NaOH
dil.
Desechar
Lavar con 5
mL de H2O
Desechar
Secar con Na2SO4
anhidro
Desechar
Destilación simple
Alcohol Bencílico Éter etílico
Agregar
40 mL de HCl
40 mL de H2O
50 g de hielo
Unión de extractos
Filtrar
Recristalizar de
agua
Secar
Ácido benzoico
Identificación Punto de fusión
Solubilidad en CCl4
Sol
Identificación: Punto de ebullición
Solubilidad en metanol
3 0 1
1 0 2
4 1 1
0 1 3
Éter
Ácido clorhídrico
Ácido benzoico
Metanol
2 0 2
Benzaldehído
2 0 2
KOH
0 1 3
NaOH
0 1 3
Sulfato de sodio
2 0 2
Alcohol bencílico
Desechar
Residuos no clorados
tarja
RÚBRICA PARA EVALUAR UN DIAGRAMA DE FLUJO
CRITERIO
NIVEL DE DESEMPEÑO
BUENO
(9 - 10)
REGULAR
(7 - 8)
INSUFICIENTE
(5 - 6)
CONSTRUCCIÓN
Hay inicio, entrada de
información, preguntas,
actividades,
condiciones, flechas
y final
Falta uno de los
elementos
antes mencionados
Faltan 2 o más de los
elementos antes
mencionados
PROFUNDIZACIÓN
La información es
suficiente,
adecuada y pertinente a
cualquier situación
La información es
insuficiente, es menos
de la
mitad de la requerida
La información no es
suficiente y es
inadecuada
JERARQUIZACIÓN
La información está
bien
jerarquizada de tal
manera que
disipa toda duda del
proceso
La información falla en
dos o
tres jerarquizaciones,
causa
confusión
La información está mal
jerarquizada causa
dudas
ANÁLISIS
La toma de decisiones,
las
actividades, las
condiciones y las
flechas se relacionan
perfectamente
La toma de decisiones,
las
actividades, las
condiciones y
las flechas llegan a fallar
en
tres cinco ocasiones
La toma de decisiones,
las
actividades, las
condiciones
y las flechas no están
bien
relacionadas
SOLUCIÓN DEL
PROBLEMA
El planteamiento es
adecuado y
ofrece muchas
expectativas de
trabajo académico
El planteamiento tiene
pocos
errores, ofreciendo
pocas
expectativas de trabajo
académico
El planteamiento es
inadecuado
No ofrece expectativas
CREATIVIDAD Tiene colorido y la
información
está distribuida
adecuadamente
Falta color y espacios Es simple y todo
encimado
SIMBOLOGÍA
RÚBRICA PARA LA EVALUACIÓN DEL REPORTE DE LABORATORIO
Objetivo
Proponen de forma clara los alcances que se pretende lograr con la realización de la práctica
Sin valor
Proponen de forma poco clara los alcances que se pretende lograr con la realización de la práctica.
Sin valor
Las intenciones propuestas en el objetivo no tienen relación con la temática de la práctica.
Sin valor
Resultados y observaciones
Hace uso de tablas, dibujos, cuadros o gráficas para indicar los datos u observaciones realizados durante la práctica
2 puntos
No representa de forma organizada los datos obtenidos ó los presenta solo de forma parcial.
1 puntos
Presenta solo una descripción de los hechos observados sin hacer resaltar los datos importantes obtenidos.
0.5 punto
Análisis de Resultados
El equipo justifica adecuadamente los resultados obtenidos comparándolos con los esperados encontrados en investigaciones bibliográficas, así como apoyado en la información proporcionada por el profesor 4 puntos
El equipo justifica los resultados obtenidos pero sin comparándolos con los datos esperados encontrados en la bibliografía o empleando la información proporcionada por el profesor 2 puntos
El equipo solo repite los resultados obtenidos sin hacer comparaciones con resultados esperados o cotejando la información proporcionada por las fuentes bibliográficas o su profesor
1 puntos
Conclusiones
Se establecen en función a los objetivos planteados y el aprendizaje logrado basado en el análisis de resultados. Describe los alcances reales logrados sean o no compatibles con lo esperado.
2 puntos
Se establecen en función a los objetivos planteados y el aprendizaje logrado basado en el análisis de resultados, pero no se apega a los alcances reales sino que solo se hace referencia a lo esperado.
. 1 puntos
No establecen en función a los objetivos planteados, no se basa en el análisis de resultados. Solo se limita a repetir los resultados o análisis o simplemente es una opinión sobre lo que se obtuvo o se esperaba.
0.5 puntos
Cuestionario Experimental
El equipo responde acertadamente todos los cuestionamientos experimentales incluidos en el formato de la práctica apoyado en sus resultados y observaciones así como, en una investigación bibliográfica.
1.0 puntos
El equipo responde los cuestionamientos experimentales incluidos en el formato de la práctica apoyado solo en sus resultados y observaciones.
0.75 punto
El equipo responde a algunos de los cuestionamientos experimentales incluidos en su manual sin apoyarse en sus resultados y observaciones ni en la bibliografía y de forma errónea
0.5 puntos
Bibliografía Debe incluir referencias virtuales y dos libros de texto
1 puntos
Incluye solo referencias virtuales
0.5 puntos
Incluye solo un libro de texto
0.5 punto
Nota: La ponderación de cada rubro así como los puntos específicos a incluir en el reporte de laboratorio queda sujeta a modificación
por parte de los profesores de laboratorio.
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RUBRICA DE EVALUACIÓN DE LAS EXPOSICIONES ORALES
Aspecto a evaluar
Insuficiente (0-4)
Deficiente (5)
Satisfactorio (6)
Bueno (8)
Excelente (10)
Calif. Observaciones
EXPRESIÓN ORAL
EXPRES I ON
ORAL
Intensidad de voz
Apenas perceptible, pausado y hace largos silencios.
Apenas perceptible y pausado
Volumen medio y pausado sin modulación
Volumen apropiado pero sin modulación ni pausas
Volumen apropiado, modulado haciendo énfasis en ciertos puntos y sin silencios
Uso de muletillas
Utiliza más de tres y con mucha frecuencia
Utiliza al menos dos muletillas con frecuencia
Utiliza una con insistencia. Utiliza una sola pero no es demasiado frecuente
No emplea muletillas
No leer
Durante la exposición completa leyó el material contenido en las diapositivas
Lee los textos de las diapositivas pero explica algunos puntos importantes
Lee algunos párrafos importantes y complementa con explicaciones
Lee entre líneas y complementa la información con explicaciones adicionales
Nunca lee el texto de la diapositiva y solo hace alusión a su contenido como apoyo para la audiencia
Uso de lenguaje técnico apropiado
Los términos que emplea son coloquiales y no reflejan manejo de términos apropiados
Se expresa sin formalidad y esporádicamente emplea términos adecuados
Su lenguaje es medianamente apropiado
Se expresa con formalidad pero no emplea términos técnicos con la frecuencia requerida
Se expresa con propiedad, usando un lenguaje técnico apropiado y pulcro
Respeto al tiempo asignado de exposición
(40- 60 min)
Rebasa el tiempo asignado por más de 15 minutos
Rebasa el tiempo asignado por más de 10 minutos
Rebasa el tiempo asignado por más de 7 minutos
Rebasa el tiempo asignado por más de 5 minutos
Cumple con exactitud el tiempo asignado
EN
LA
P R E S ENTAC I ÓN
P OWE R
P O I NT
Título de la exposición No la tiene Es inapropiado Es inadecuado sin embargo da idea
apropiada de lo que se pretende exponer
Es adecuado sin embargo es susceptible de mejora para hacerlo más preciso
Es correcto
Nombre de los alumnos, en orden alfabético por
apellido
No lo tiene Contiene solo los nombres propios de los estudiantes
Contiene los nombres y un solo apellido y sin orden
alfabético
Contiene los nombres y un solo apellido y en orden
alfabético
Contiene los nombres completos y en orden
alfabético
Número de equipo No lo tiene Lo tiene Materia No lo tiene Lo tiene Grupo No lo tiene Lo tiene
Semestre No lo tiene Lo tiene Citar fuentes en casos de
cuadro y gráficas No contiene citas Cita incorrectamente en
algunas ocasiones Cita incorrectamente en
algunos casos Cita correctamente pero no
en todos los casos Cita correctamente en
todos los casos
Las letras no se pierdan con el fondo de la
presentación
No cumple Cumple
Ortografía general y escritura correcta de las sustancias empleadas
Más de 5 errores 5 de errores 4 errores 2 errores Sin errores
Estructuras y propiedades fisicoquímicas de los productos y reactivos
No los presenta Los presenta incompletos Solo las estructuras y no las propiedades o
viceversa
Le faltan 1 o dos Presenta todos
Mecanismo de reacción No se incluye o se hace de forma incorrecta
Se incluye en más de una diapositiva y está incompleto
No se incluyen todos los pasos importantes
Se incluye en más de una diapositiva y contiene todos los pasos importantes
Se incluye en una sola diapositiva y contiene todos los pasos importantes
Diagrama de Flujo de la
parte experimental
No lo incluye y solo menciona el procedimiento a seguir
No lo incluye pero utiliza otro recurso poco claro
Lo incluye pero su construcción es poco clara el incompleta
Lo incluye pero no es lo suficientemente organizado y claro
El diagrama es perfectamente claro, organizado y bien presentado
Justificación de cada uno de los pasos de la técnica
aplicada
No se incluye o se menciona de forma incorrecta
Se incluye la técnica pero no se justifica el por qué de los pasos
Se incluye la técnica aplicada pero existen muchos errores en la justificación de los mismos
Se incluye una breve explicación de los pasos aplicados en la síntesis
Se explica las razones de cada uno de los pasos incluidos en la técnica de síntesis
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INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA
TRABAJO EN EL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA
OBJETIVO.
Conocer las normas y la metodología requeridas para el desempeño de las
actividades que se realizan en el laboratorio.
Desarrollar un criterio que le permita usar y comprender las operaciones y
procesos comunes de la Química Orgánica y conocer las limitaciones y riesgos
que conlleva dicho trabajo.
Conocer el material de laboratorio, el equipo de vidrio, el manejo de los reactivos
y el montaje de aparatos a utilizar durante la realización de las prácticas.
Aprender a buscar información y a registrar las observaciones de manera
metódica, precisa, completa y reproducible.
INTRODUCCIÓN.
La Química Orgánica es una materia experimental, por lo que se requiere de disciplina y
metodología para la obtención de resultados confiables, así como de la aplicación de
las normas de seguridad apropiadas para evitar accidentes. La realización de este
trabajo implica el diseño experimental, la interpretación de resultados y el registro de
éstos.
NORMAS DE TRABAJO.
Procedimientos de operación en el Laboratorio de Química Orgánica.
El laboratorio de Química Orgánica es una área de alto riesgo, por lo cual
cualquier estudiante que sea sorprendido comportándose de manera inapropiada
y no observe las normas indicadas será dado de baja de la materia.
Actitud y Preparación.
El trabajo de laboratorio demanda del estudiante una actitud crítica, inquisitiva y una
cooperación ilimitada. Para lograr lo anterior es necesaria una participación activa en la
observación de las normas de trabajo que se han establecido para evitar accidentes y
así lograr un alto rendimiento en el trabajo de experimental.
Antes de realizar cualquier experimento, se deberán revisar los antecedentes teóricos
de la reacción a efectuar, el mecanismo de reacción, los fundamentos fisicoquímicos así
como los problemas de seguridad involucrados en el manejo de los reactivos.
La lectura previa y la comprensión de las indicaciones del experimento, permitirán que
el curso y el desarrollo de la práctica sean claros en todos sus detalles. Al ingresar al
laboratorio se deberá estar preparado físicamente; no hacer el trabajo de laboratorio
con el estómago vacío o sin dormir. Se deberá llegar puntualmente ya que sólo se
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permiten 15 minutos de tolerancia, y se deberá estar preparado mentalmente para
estudiar el experimento y planear las actividades.
Seguridad y Normas de Trabajo para el Laboratorio de Química Orgánica.
1) Los reactivos usados en el laboratorio se convierten en un peligro cuando no se
manejan con cuidado, pero son inocuos cuando se manipulan precavidamente.
2) Se deberá usar bata para el trabajo de laboratorio la cual deberá estar siempre
protegiendo todo el cuerpo y deberá mantenerse limpia.
3) Se deberá usar ropa cómoda, incluyendo zapatos que sean confortables y
que permitan desplazarse rápidamente en caso de emergencia.
4) El cabello deberá estar recogido de manera que no obstruya la visión o que
cuelgue sobre los materiales empleados.
5) No se permite usar calzado o ropa que dejen al descubierto el pie y las
piernas.
6) El uso de lentes de seguridad es obligatorio siempre que se permanezca en el
laboratorio, independientemente de manejar los reactivos o no. Los lentes
protegen de proyecciones e impactos en caso de accidente y es necesario
mantenerlos limpios y desempañados. En caso de usar lentes de contacto se
deberá usar lentes de seguridad sellados con protecciones laterales.
7) No está permitido introducir alimentos ni comer, beber o fumar dentro del
laboratorio
8) Los compuestos orgánicos pueden absorberse por la piel, por lo que se deben
evitar derramamientos sobre ésta y se evitará el contacto de los reactivos
directamente con las manos. No se deben succionar los líquidos con la boca, se
deberá emplear una perilla de seguridad de acuerdo al procedimiento indicado
en la figura 1.
9) Para protegerse de la absorción de productos químicos por la piel se deberán
usar guantes desechables de látex ó de polipropileno, manteniéndolos siempre
limpios.
10) En caso de requerir oler algún reactivo, se debe atraer un poco de sus vapores
pasando rápidamente la mano por la boca del frasco de acuerdo a la Figura 2.
Para evitar la inhalación de vapores se deberá calentar o evaporar la mezcla de
reacción dentro de la campana de extracción. No se debe oler el reactivo
directamente del frasco.
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FIGURA 1.
FIGURA 2.
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El Ambiente de trabajo.
1) Mantener la mesa de trabajo ordenada y limpia, sin productos o con agua
derramados sobre ésta. En caso de derrames se deberá limpiar rápidamente el
lugar utilizando papel absorbente, si el material es volátil se deberá colocar en la
campana de extracción.
2) Si se derrama un ácido concentrado sobre la mesa se deberá utilizar una
solución de bicarbonato de sodio para neutralizarlo, si es una base la que se ha
derramado se deberá utilizar ácido acético diluido.
3) Se deberán mantener limpias y ordenadas las áreas comunes, las áreas de
pesado de reactivos y las balanzas.
4) No contaminar los reactivos con espátulas o pipetas que tengan restos de otros
reactivos.
Material de vidrio.
1) No usar material de vidrio roto o en mal estado, revisar el material antes de
utilizarlo.
2) Utilizar material de vidrio limpio y seco. No utilizar el termómetro como agitador.
Identificar cada uno de los materiales de vidrio por su nombre (Figura 3).
3) Muchos compuestos son inflamables y pueden producir fuego a altas
temperaturas por lo cual el trabajo, con mecheros u otra flama abierta, se
realizará dentro del periodo de laboratorio y bajo la supervisión del profesor.
NO SE DEBE DEJAR EL MECHERO ENCENDIDO SIN USO ALGUNO, EL
MECHERO SE PRENDE CUANDO SE INICIA EL CALENTAMIENTO Y SE
APAGA CUANDO ÉSTE TERMINA, NO SE DEBE DEJAR EL MECHERO
ENCENDIDO SIN VIGILANCIA.
4) NO SE PERMITE NINGÚN EXPERIMENTO NO AUTORIZADO POR EL
MAESTRO.
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MATERIAL BÁSICO DE LABORATORIO
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FIGURA 3.
PRECAUCIONES
1) Está estrictamente prohibido calentar un sistema cerrado, ya que éste puede ser
causa de una proyección que puede convertirse en explosión.
2) En caso de producirse fuego, tener identificadas las ubicaciones de los
extinguidores, los botes de arena, y el material de auxilio, así como la salida más
próxima.
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3) Al calentar con baño de aceite, revisar que el recipiente donde se encuentra el
aceite esté totalmente seco ya que la presencia de agua provoca proyecciones
de aceite caliente.
4) El fuego de un tubo de ensaye o matraz puede sofocarse con un vidrio de reloj,
con el extintor o con arena.
5) En caso de fuego en la ropa en una persona, cubrirlo con una manta y evitar
correr.
6) LOS DESECHOS SE COLOCARÁN EN LOS LUGARES DESTINADOS A ESTE
FIN. COLOCAR EL PAPEL Y LA BASURA EN LOS RECIPIENTES
APROPIADOS, NO TIRAR NINGÚN REACTIVO O DESECHO QUÍMICO EN EL
LAVABO.
7) En casos de tener alguna condición física que pueda afectar tu rendimiento o tu
salud, como alergias, embarazo, epilepsia, etc. informar al profesor; dicha
información será totalmente confidencial. En caso de accidente
informar inmediatamente al profesor.
Desarrollo de la Práctica.
El trabajo de laboratorio no empieza en el momento que se entra al laboratorio, por el
contrario, previamente se ha de realizar una investigación bibliográfica que cubra los
siguientes aspectos:
Datos físicos de cada uno de los reactivos que se usen, punto de fusión, punto
de ebullición, solubilidad, etc.
Datos toxicológicos, precauciones relacionadas con el manejo de cada uno de
los reactivos.
Datos complementarios. Fundamentos fisicoquímicos, reacciones y mecanismos
de reacción involucrados en el desarrollo de la práctica, ecuación química
balanceada, e identificación del reactivo limitante. Productos y subproductos
esperados y precauciones que hay que considerar para el desarrollo exitoso de
la práctica.
Seminario.
El propósito del seminario es aclarar cualquier aspecto de la práctica que no este
comprendido, por lo que se requiere de la participación de todos los estudiantes.
Informe de resultados.
El profesor indicará las características que deberá contener cada informe.
EDICIÓN 2015 9
PROPIEDADES FÍSICAS Y TOXICOLÓGICAS
1. Los alumnos deberán consultar y completar las fórmulas, las propiedades físicas, las propiedades químicas y la toxicidad de las sustancias a emplear en las prácticas.
1. Acetanilida.
2. Acetato de etilo.
3. Acetato cúprico.
4. Acetona.
5. Agua.
6. Ácido acético glacial.
7. Ácido benzoico.
8. Ácido clorhídrico.
9. Ácido fosfórico.
10. Ácido fumárico.
11. Ácido maleico.
12. Ácido nítrico.
13. Ácido oxálico.
14. Ácido pícrico.
15. Ácido salicílico.
16. Ácido sulfúrico.
17. Alcohol isoamílico.
18. Alcohol terbutílico.
19. Anilina.
20. Azul de metileno.
21. Benceno.
22. Bencilo.
23. Benzaldehído.
24. Benzoína.
25. Bicarbonato de sodio.
26. Bromo.
27. Carbón activado.
28. Carbonato de sodio.
29. Ciclohexanol.
30. Ciclohexeno.
31. Cloroformo.
32. Cloruro de calcio.
33. Cloruro de metileno.
34. Cloruro de sodio.
35. Cloruro de terbutilo.
36. Dibenzalacetona.
37. Etanol.
38. Eter etílico.
39. Fenol.
40. Fenolftaleína.
41. Glicerol.
42. Hexano.
43. Hidróxido de potasio.
44. Hidróxido de sodio.
45. Metanol.
46. Nitrato de amonio.
47. o-Nitrofenol.
48. p-Nitroacetanilida.
49. p-Nitrofenol.
50. Sacarosa.
51. Sulfato de sodio anhidro.
52. Tetracloruro de carbono.
53. Tolueno.
54. Yodo.
EDICIÓN 2015 10
2. Con la lista anterior, completa la tabla siguiente:
Disolventes Agentes Desecantes Reactivos Orgánicos Reactivos
Inorgánicos
EDICIÓN 2015 11
3. El profesor definirá junto con los alumnos los siguientes términos:
Reactivos. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Productos. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Qué indica el subíndice en una reacción química. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Qué indica el coeficiente en una reacción química. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Peso molecular. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Peso atómico. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Reactivo en exceso. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________
Reactivo limitante. ____________________________________________________________________________________________________________________________________________ 5. Cálculos estequiométricos: El profesor explicará cómo se calcula la eficiencia, el
rendimiento teórico y práctico de reacción para diferentes tipos de reacciones, así como
la eficiencia y el rendimiento de extracción para diferentes métodos de extracción.
Etiquetado de seguridad de productos químicos. La etiqueta es, en general, la primera información que recibe el usuario y es la que permite identificar el producto en el momento de su utilización. Todo recipiente que contenga un producto químico deberá llevar una etiqueta visible en su envase que, contenga:
Nombre de la sustancia o del preparado.
Fecha de preparación u obtención.
Nombre de la persona o equipo que lo preparó, grupo y sección.
Símbolos e indicaciones de peligro para destacar los riesgos principales. Para manejar con seguridad las sustancias químicas se han ideado diversos códigos y pictogramas dependiendo de la casa fabricante. A continuación se muestra uno de los más usados. (Azul) (Rojo)
(Blanco) (Amarillo)
FIGURA 4.
Algunos de los pictogramas de peligro más utilizados se muestran a continuación en la siguiente Tabla
TABLA 1. Pictogramas de peligrosidad.
1
E Explosivo
Clasificación: Sustancias y preparaciones que reaccionan exotérmicamente también sin oxígeno y que detonan según condiciones de ensayo fijadas, pueden explotar al calentar bajo inclusión parcial. Ejemplo: Dicromato de amonio. Precaución: Evitar el choque, Percusión, Fricción, formación de chispas, fuego y acción del calor.
F Fácilmente inflamable
Clasificación: Líquidos con un punto de inflamación inferior a 21ºC, pero que NO son altamente inflamables. Sustancias sólidas y preparaciones que por acción breve de una fuente de inflamación pueden inflamarse fácilmente y luego pueden continuar quemándose o permanecer incandescentes. Precaución: Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y fuentes de calor. A. Sustancias autoinflamables. Ejemplo: Alquiluros de aluminio, fósforo. Precaución. Evitar contacto con el aire B. Gases fácilmente inflamables. Ejemplo: Butano, propano. Precaución. Evitar la formación de mezclas inflamables gas-aire y aislar de fuentes de ignición. C. Sustancias sensibles a la humedad. Productos químicos que desarrollan emanaciones de gas inflamable al contacto con el agua. Ejemplo: Litio, borohidruro de sodio. Precauciones: evitar contacto con agua o con humedad.
F+ Extremadamente
inflamable
Clasificación: Líquidos con un punto de inflamación inferior a 0ºC y un punto de ebullición de máximo de 35ºC. Gases y mezclas de gases, que a presión normal y a temperatura usual son inflamables en el aire. Precaución: Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y fuentes de calor.
C Corrosivo
Clasificación: Destrucción del tejido cutáneo en todo su espesor en el caso de piel sana, intacta. Ejemplo: bromo, ácido sulfúrico. Precaución: Mediante medidas protectoras especiales evitar el contacto con los ojos, piel e indumentaria. NO inhalar los vapores. En caso de accidente o malestar consultar inmediatamente al médico.
T Tóxico
Clasificación: La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en pequeña cantidad, pueden conducir a daños para la salud de magnitud considerable, eventualmente con consecuencias mortales. Ejemplo: Trióxido de arsénico, cloruro de mercurio (II). Precaución: Evitar cualquier contacto con el cuerpo humano. En caso de malestar consultar inmediatamente al médico. En caso de manipulación de estas sustancias deben establecerse procedimientos específicos.
2
T+ Muy Tóxico
Clasificación: La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en MUY pequeña cantidad, pueden conducir a daños de considerable magnitud para la salud, posiblemente con consecuencias mortales. Precaución: Evitar cualquier contacto con el cuerpo humano, en caso de malestar consultar inmediatamente al médico.
O Comburente
Clasificación: (Peróxidos orgánicos). Sustancias y preparados que, en contacto con otras sustancias, en especial con sustancias inflamables, producen reacción fuertemente exotérmica. Peligro de inflamación: Pueden favorecer los incendios comenzados y dificultar su extinción. Ejemplo: Permanganato de potasio, peróxido de sodio. Precaución: Evitar todo contacto con sustancias combustibles.
Xn Nocivo
Clasificación: La inhalación, la ingestión o la absorción cutánea pueden provocar daños para la salud agudos o crónicos. Peligros para la reproducción, peligro de sensibilización por inhalación. Ejemplo: Tricloroetileno. Precaución: Evitar el contacto con el cuerpo humano.
Xi Irritante
Clasificación: Sin ser corrosivas, pueden producir inflamaciones en caso de contacto breve, prolongado o repetido con la piel o en mucosas. Peligro de sensibilización en caso de contacto con la piel. Ejemplo: Amoniaco, cloruro de bencilo. Precaución: Evitar el contacto con ojos y piel; no inhalar vapores.
N Peligro para el
medio ambiente
Clasificación: En el caso de ser liberado en el medio acuático y no acuático puede producirse un daño del ecosistema por cambio del equilibrio natural, inmediatamente o con posterioridad. Ciertas sustancias o sus productos de transformación pueden alterar simultáneamente diversos compartimentos. Precaución: Según sea el potencial de peligro, no dejar que alcancen la canalización, en el suelo o el medio ambiente. Observar las prescripciones de eliminación de residuos especiales.
3
PRÁCTICA 1
SEPARACIÓN DE UNA MEZCLA TERNARIA POR DESTILACIÓN
OBJETIVOS
1. Utilizar los diferentes tipos de destilación para separar los componentes de una
mezcla.
2. Aplicar las propiedades físicas y químicas de algunos compuestos, para su
purificación.
INTRODUCCIÓN
La separación de mezclas es una tarea frecuente en Química Orgánica. Los métodos
utilizados en la práctica se basan principalmente en la naturaleza química de los
componentes de la mezcla a separar, considerando las
diferencias en peso molecular, polaridad, constantes físicas, acidez y basicidad.
En esta práctica la mezcla a separar está formada por anilina, alcohol isoamílico y
glicerol en volúmenes iguales. El primer paso para conseguir la separación es una
destilación por arrastre de vapor, aprovechando la baja volatilidad del glicerol y su alta
solubilidad en agua, así como la comparativamente baja solubilidad en agua de la
anilina y el alcohol isoamílico. En esta forma se separa el glicerol de la mezcla; la
purificación total de éste se consigue por medio de una destilación a presión reducida,
debido a que una destilación a presión normal trae consigo su descomposición (p. eb.
290o C con descomposición).
Se tiene ahora una mezcla de alcohol isoamílico y anilina; para su separación se
aprovecha el carácter básico de la anilina, transformándola en su sal. La baja volatilidad
de la sal permite la separación por destilación del alcohol isoamílico. La purificación de
la anilina implica el tratamiento de la sal formada, con un álcali, a fin de regenerarla.
Tanto la anilina como el alcohol isoamílico se purifican totalmente por medio de una
destilación fraccionada o a presión reducida.
EDICIÓN 2015 4
PROPIEDADES FÍSICAS DE LOS COMPONENTES DE LA MEZCLA
GLICEROL
HO
OH
OH
ANILINA
NH2
ALCOHOL ISOAMÍLICO
OH
P.M. 92.1 93.2 88.2
p.f. 18oC -6.2oC -117°C
p.eb. 290oC (760 mmHg) 184.3oC 131oC
Densidad 1.26 g/ml 1.022 g/ml 0.809 g/ml
Solubilidad agua y etanol Benceno, alcohol, éter y
cloroformo
alcohol, éter, benceno y
cloroformo
Insoluble en cloroformo y tetracloruro de
carbono
Agua agua
MATERIAL Y REACTIVOS POR EQUIPO
REACTIVOS MATERIAL
Alcohol isoamílico 5ml Soporte 3 vaso de precipitados 3
Glicerol 5 ml Anillo 1 columna de
fraccionamiento
1
Anilina 5 ml Rejilla 1 embudo de separación 1
Ácido sulfúrico 2.5 ml pinzas nuez 3 matraz balón 1
Sulfato de sodio
anhidro
Lo que se
requiera
baño María 1 unión triple 1
Hidróxido de sodio al
40%
mechero o parrilla 1 probeta 1
Agua refrigerante 1 termómetro 1
otros, por cualquier eventualidad
matraz Erlenmeyer 2
portatermómetro
1
MATERIAL POR SECCIÓN
Bomba de vacío
Papel indicador de pH
EDICIÓN 2015 5
PARTE EXPERIMENTAL
En un matraz Erlenmeyer de 250 mL colocar 5 mL de alcohol isoamílico, 5 mL de
anilina* (vea la nota sobre la toxicidad de este compuesto al final del procedimiento) y 5
mL de glicerol; adicionar 33 mL de agua y adaptar un aparato de destilación por
arrastre de vapor (el montaje se hará como el de una destilación simple). Destilar
hasta que el matráz de destilación contenga aproximadamente 12 mL, el destilado
contiene anilina, alcohol isoamílico y agua; el residuo contiene glicerol impuro.
Transferir éste a un matraz y destilarlo a presión reducida, al punto de ebullición
correspondiente a la presión del sistema (condicionado a que se cuente con manómetro
y bomba de vacío)
Agregar al destilado anterior (el que contiene anilina y alcohol isoamílico), lentamente y
con agitación, H2SO4 hasta pH entre 3 y 5; adicionar 15 mL de agua y efectuar una
destilación por arrastre de vapor (montaje de destilación simple).
Reacción
NH2
H2SO4
NH3 HSO4
Bisulfato de anilonio
El destilado contiene alcohol isoamílico y agua; transferirlo a un embudo de
separación, separar el alcohol, presente en la fase orgánica y que por diferencia de
densidades debe ser la fase de arriba, y secar con Na2SO4 anhidro. (agregando la
cantidad requerida, cuando ya no se formen grumos en el líquido se encontrará éste
razonablemente seco).
Al residuo, que contiene la sal bisulfato de anilonio, agregarle una solución de NaOH al
40 % hasta alcalinidad (pH 9); agregar 10 ml de H2O y efectuar una destilación por
arrastre de vapor (montaje de D. simple). Separar la anilina destilada, transfiriéndola a
un embudo de separación y secándola después con Na2SO4 anhidro, como se hizo con
el alcohol isoamílico.
* Produce anemia, irritabilidad y pérdida de peso en intoxicaciones graves.
EDICIÓN 2015 6
Reacción
NH3 HSO4
NaOH
NH2
H2O NaHSO4
Como se menciona en la Introducción, tanto el alcohol isoamílico como la anilina se
purifican totalmente por medio de una destilación fraccionada o a presión reducida.
(Mismas que no se llevarán a cabo).
EDICIÓN 2015 7
DIAGRAMA DE FLUJO
EDICIÓN 2015 8
CUESTIONARIO
1. ¿A qué se atribuye la baja volatilidad del glicerol?
2. ¿Por qué las sales de los componentes orgánicos tienen puntos de ebullición
elevados
3. ¿Qué características debe tener una sustancia para purificarse por medio de
arrastre con vapor de agua?
4. ¿Cómo se sabe cuándo ha terminado una destilación por arrastre de vapor?
5. ¿En qué casos debe utilizarse la destilación a presión reducida?
EDICIÓN 2015 9
6. Proponer un procedimiento para separar cada una de las siguientes mezclas:
a) Ácido acético-acetona-octano
b) Anilina-cloruro de sodio-acetato de sodio
7. Sugerir un procedimiento diferente al empleado en el laboratorio para separar la
misma mezcla
8. ¿Qué tipo de fuerzas intermoleculares actúan entre cada uno de los
componentes de la mezcla ternaria?
9. ¿Qué tipo de fuerzas intermoleculares actúan en cada uno de los componentes
ya separados? (Suponga una separación ideal).
BIBLIOGRAFÍA:
EDICIÓN 2015 10
Observaciones
Resultados
Análisis de Resultados
Conclusiones
EDICIÓN 2015 11
PRÁCTICA 2
RECRISTALIZACIÓN.
OBJETIVOS.
Conocer y aplicar la técnica de recristalización para la purificación de
compuestos orgánicos.
Aplicar los conceptos relacionados con la estructura y la polaridad de los
compuestos.
Realizar la selección del disolvente en una recristalización.
ANTECEDENTES.
1.- Interacciones intermoleculares.
2.- Polaridad de las moléculas.
INTRODUCCIÓN
Los compuestos orgánicos sólidos que se obtienen en una reacción o se aíslan de
alguna fuente natural suelen estar acompañados de impurezas que hay que eliminar
para poder disponer del producto deseado en el mayor grado de pureza posible. El
método más adecuado para la eliminación de las impurezas que contaminan un sólido
es mediante cristalizaciones sucesivas, bien en un disolvente puro, o bien en una
mezcla de disolventes. Al procedimiento se le da el nombre genérico de recristalización.
La técnica de recristalización consiste en la formación de partículas sólidas en el seno
de una fase homogénea, basándose en las diferencias de solubilidad del sólido y sus
impurezas en diferentes disolventes. Se considera como impureza a toda sustancia
extraña cuya concentración no exceda del 5%.
En la recristalización, el sólido impuro se disuelve en un volumen mínimo de disolvente
a ebullición; la mezcla caliente se filtra para eliminar todas las impurezas insolubles y la
solución se deja enfriar; al descender la temperatura, decrece la solubilidad del soluto y
cristaliza de la solución. En el caso ideal, la concentración de cualquier impureza no
sobrepasa su punto de saturación en la solución fría y por ello permanecerá disuelta en
las aguas madres. Finalmente los cristales se separan por filtración y se dejan secar. En
la práctica, parte de las impurezas pueden cristalizarse con la sustancia deseada, por lo
que debe recristalizarse para obtener una purificación satisfactoria.
Cuando están presentes impurezas coloridas, éstas se eliminan agregando a la
solución una mínima cantidad de carbón activado que adsorbe las impurezas.
EDICIÓN 2015 12
Los pasos para efectuar una recristalización, de acuerdo a lo anterior, son:
1. Elección del disolvente 2. Disolución de la sustancia en caliente 3. Si la solución tiene color, adicionar carbón activado y llevar a ebullición 4. Filtración de la solución en caliente 5. Enfriamiento para recristalizar 6. Separación de los cristales 7. Secado de los cristales
1. Elección del Disolvente.
Una estimación de la solubilidad de un sólido en un disolvente puede realizarse
considerando la estructura del sólido, la estructura del disolvente y la acción de las
fuerzas intermoleculares involucradas.
Así, los hidrocarburos son insolubles en agua, sin embargo, los alcoholes, los ácidos
carboxílicos y las amidas que tienen menos de 5 átomos de carbono pueden formar
puentes de hidrógeno con el agua y son solubles en ésta. En la Tabla 1 se indican
algunos de los disolventes más empleados en la recristalización.
DISOLVENTE FÓRMULA PUNTO DE
EBULLICIÓN (ºC)
PUNTO DE
CONGELACIÓN (ºC)
INFLAMABI-
LIDAD
Agua H2O 100 0 0
Metanol* CH3OH 65 -198 ++++
Etanol* C2H5OH 78 -117 ++++
Acetona* CH3COCH3 56 - 95 ++++
Acetato de Etilo* CH3COOCH2CH3 77.2 - 84 ++++
Cloruro de Metileno CH2Cl2 40 - 97 0
Eter etílico* (C2H5)2O 35 -116 ++++
Cloroformo** CHCl3 61 - 64 0
Benceno*** C6H6 80 6 ++++
Tetracloruro de carbono** CCl4 76 - 23 0
Ligroína* Mezcla de Hidrocarburos C7 y C8 90-115 ++++
Hexano* Mezcla de Hidrocarburos C6H14 68 - 195 ++++
Eter de Petróleo* Mezcla de Hidrocarburos C5 y C6 35-60 ++++
Pentano* Mezcla de Hidrocarburos C5H12 36 -130 ++++
Tabla 1. La polaridad de los disolventes está indicada en orden descendente.
NOTAS:
Todos los disolventes son tóxicos a excepción del agua, por lo cual deberán
usarse con precaución y con buena ventilación. Los disolventes clorocarbonados
producen daños hepáticos por contacto con la piel o por inhalación. Se ha
reportado que el CCl4 y El CH2Cl2 producen cáncer en animales de laboratorio y
han sido prohibidas por la FDA para emplearlos en cosméticos y drogas.
Se debe evitar el contacto de los disolventes con la piel así como su inhalación ya
que producen irritación de las mucosas.
EDICIÓN 2015 13
La elección del disolvente para la purificación de un sólido se basa en las
características siguientes:
1. El material que se desea purificar deberá ser considerablemente más soluble en el
disolvente caliente que en frío.
2. Las impurezas deben ser o muy solubles o insolubles en el disolvente, o bien
deben poder eliminarse fácilmente con carbón activado.
3. El disolvente debe tener un punto de ebullición lo más bajo posible, para facilitar la
evaporación del mismo y el secado de los cristales.
4. El disolvente no debe reaccionar con el soluto.
5. Es también conveniente considerar el costo, toxicidad e inflamabilidad en la
elección de disolventes.
En ocasiones el disolvente más eficaz para la recristalización de un compuesto es una
mezcla de dos líquidos. Tales mezclas se usan cuando un sólido es soluble en un
disolvente e insoluble en el otro; en estas condiciones puede lograrse una cristalización
eficiente. El material a recristalizar se disuelve en el disolvente caliente en el cual es
más soluble, luego se agrega el otro disolvente lentamente, hasta que el soluto tienda a
separarse (la solución se volverá turbia). La mezcla se calienta de nuevo para disolver
todo el material (si es necesario, se añaden pequeñas cantidades del primer disolvente
para ayudar al proceso). Con la ayuda de un enfriamiento lento, se separará el producto
cristalino.
Entre los pares de disolventes más comunes se encuentran:
Metanol- Agua Éter etílico-Metanol
Etanol - Agua Éter etílico-Acetona
Acetona-Agua Éter etílico- Éter de petróleo
3. Disolución de la sustancia en caliente.
La recristalización se basa en el principio de que la mayoría de los sólidos son más
solubles en un disolvente en caliente que en frío. De igual manera la solubilidad de un
sólido en un disolvente, está en función de su estructura química y de la temperatura.
Cuando un compuesto sólido se recristaliza en un disolvente apropiado, se forma una
solución saturada a temperatura elevada, de la cual al enfriarse se separa en forma
cristalina.
Una solución saturada se obtiene de la forma siguiente:
El soluto finamente pulverizado, se disuelve en una mínima cantidad de disolvente en
ebullición, calentando en un baño de vapor; a esta solución hirviente se le agrega más
disolvente en pequeñas porciones con agitación. Cuando el sólido se disuelve
totalmente, no debe agregarse más disolvente.
EDICIÓN 2015 14
En la Tabla 2 se aprecia el cambio de solubilidad en función de la temperatura.
SOLUTO DISOLVENTE TEMPERATURA
(ºC)
SOLUBILIDAD
(g/100 ml )
Ácido succínico Agua 20
100
7
121
Colesterol Etanol 17
78
11
130
Tabla 2.
En la Figura 1 se relaciona la solubilidad de una sustancia en función de la
temperatura.
FIGURA 1.
Se aprecia que en una recta con baja pendiente (B) no es apropiada la relación
solubilidad temperatura, por lo cual el disolvente no es adecuado para efectuar una
recristalización. En la línea (C) se observa que se trata de un disolvente en el cual la
sustancia es demasiado soluble a cualquier temperatura y no es apropiado para
efectuar esta técnica, mientras que un disolvente que exhibe un comportamiento como
el indicado en (A) es ideal para efectuar una recristalización, ya que el sólido es muy
soluble a elevadas temperaturas y poco soluble a temperatura ambiente.
3.- Filtración de la solución en caliente.
En esta etapa, se pretenden eliminar las impurezas insolubles; esta filtración deberá
hacerse rápidamente empleando un embudo de tallo corto, pasando a través del papel
filtro, una pequeña cantidad de disolvente caliente para evitar que cristalice el
compuesto en el embudo. Para lograr una mayor rapidez en el filtrado, éste deberá
llevarse cabo doblando el papel filtro en la forma que se indica en la Figura 2.
Temperatura
A) Buen Disolvente
B) Mal Disolvente
C) Mal Disolvente
Solubilidad
EDICIÓN 2015 15
Figura 2.
Precipitación o cristalización.
En esta etapa se busca obtener un sistema cristalino ordenado y de mayor pureza. Por
lo que las condiciones durante la formación de los nuevos cristales son fundamentales
ya que generarán un cristal (sólido puro con un ordenamiento geométrico importante), o
bien un amorfo (sólido desordenado). Es importante resaltar que con base en éstas
características se pueden variar sus propiedades físicas, como la solubilidad,
resistencia, volumen, etc.
El proceso se inicia con la nucleación, que es básicamente la precipitación del primer
microcristal sobre el cual posteriormente se apilaran las demás moléculas afines
permitiendo el crecimiento del cristal
Al enfriar la solución caliente, se pretende que se obtenga una máxima cristalización
con un mínimo de impurezas. Es preferible realizar este enfriamiento en un matraz
Erlenmeyer para evitar una gran evaporación.
Es conveniente que los cristales obtenidos sean de tamaño medio, ya que cristales muy
grandes o muy pequeños, pueden incluir o absorber cantidades apreciables de
impurezas.
El tamaño de los cristales se controla mediante la velocidad de cristalización; así una
cristalización rápida, favorece la formación de cristales pequeños y una cristalización
muy lenta origina cristales grandes. Se puede inducir la cristalización de las siguientes
formas:
a) Formando pequeños fragmentos de vidrio que actúan como núcleos de
cristalización, raspado las paredes del matraz donde se encuentre la solución a
cristalizar. Una variante de esto es el frotamiento de las paredes de vidrio del
recipiente donde se encuentra la solución con un agitador de vidrio.
b) Añadiendo un pequeño cristal del producto, para sembrar la solución y provocar
la cristalización.
EDICIÓN 2015 16
c) La solución se introduce en una mezcla frigorífica. En la Tabla 3 se indican
algunas de las más empleadas.
MEZCLA TEMPERATURA OBTENIDA (ºC)
Hielo - agua (v/v) 0
CaCl2 (250 g x 100 H2O) -8
NH4Cl (25 g x 100g hielo) -15
NaCl (33 g x 100 g hielo) -20
CO2 Sólido/CCl4 -50
CO2/Acetona -70
5. Separación de los cristales.
En esta etapa se pretende separar los cristales formados eliminando al máximo el
disolvente; esta separación se puede llevar a cabo por filtración al vacío empleando un
embudo Büchner unido a un matraz Kitazato (filtración al vacío), o bien empleando un
embudo de vidrio de tallo corto (filtración por gravedad). Los cristales así separados,
deben lavarse con una pequeña cantidad de disolvente
Figura 3.
EDICIÓN 2015 17
PARTE EXPERIMENTAL.
Esta práctica se divide en dos partes, en la primera se realizarán las pruebas de
solubilidad para elegir el disolvente adecuado para recristalizar cuatro diferentes
compuestos y en la segunda se sintetizará acetanilida y se purificará por
recristalización.
Propiedades de los reactivos.
PM Solubilidad Densidad Toxicidad
Acetanilida 135.17
g/mol
Soluble en éter
etílico. 0.56 g/ml en
agua a 25°C.
1.2 g/ml
Irritante por
inhalación. Tóxica por
ingestión.
Ácido Salicílico 138.12
g/mol
Soluble en etanol,
éter y acetona.
Insoluble en agua
fría.
1.4 g/ml Irritante a los ojos por
dispersión de polvos.
Dibenzalacetona 234 g/mol
Soluble en acetona
y cloroformo.
Insoluble en éter y
etanol.
---- Tóxica por ingestión.
Anilina 93.13
g/mol Insoluble en agua 1.02 g/ml
Toxica por contacto e
inhalación.
Cancerígena
Anhídrido
acético
102.09
g/mol
Reacciona con el
agua, Hidrólisis
violenta
1.08 g/ml
Nocivo por inhalación
y por ingestión.
Provoca quemaduras
Azul de Metileno ---- Soluble en agua ---- Nocivo por ingestión
Carbón Activado ---- Insoluble en agua 0.3-0.7
g/ml
Irritante por
dispersión de polvos.
Material por equipo.
1 Soporte universal 1 Baño María
1 Anillo de fierro 1 Mechero Bunsen
1 Rejilla de asbesto 15 Tubos de ensayo
1 Pinza de tres dedos con nuez 1 Agitador de vidrio
1 Embudo de vidrio 1 Probeta graduada 100 mL
1 Refrigerante de agua 14/23 3 Vaso de precipitados 100 mL
1 Gradilla para tubos de ensayo 1 Matraz balón 14/23 de 250 mL
1 Espátula
EDICIÓN 2015 18
Material y equipo por sección.
1
Aparato para determinar punto de
fusión 10 Pipetas graduadas de 10 mL
EXPERIENCIA A): Pruebas de solubilidad.
Reactivos y soluciones. Cantidad Calidad
Acetanilida 0.1 g Q.P.
Ácido salicílico 0.1 g Q.P.
Dibenzalacetona 0.1 g Q.P.
Acetato de etilo 10 gotas Q.P.
Reactivos y soluciones. Cantidad Calidad
Acetona 10 gotas Q.P.
Éter etílico 10 gotas Q.P.
Etanol 10 gotas Q.P.
Agua 10 gotas Potable
Nota. Si no es posible medir apropiadamente los 0.1 g de los compuestos sólidos, se
puede realizar el experimento de manera cualitativa agregando una mínima cantidad de
dichos compuestos a cada tubo, procurando que la cantidad de sólido adicionada a
cada tubo sea similar.
Procedimiento para la experiencia A:
Colocar en 5 tubos de ensayo, 0.1 g de acetanilida (compuesto A). Etiquetar cada tubo
como A1, A2, A3, A4 y A5, agregar 10 gotas de los siguientes disolventes, con agitación
y de la forma siguiente: Tubo A1, agua; tubo A2, acetona; tubo A3, etanol; tubo A4,
acetato de etilo; tubo A5, éter etílico.
Observar en qué tubos se obtiene solubilidad parcial o total. A los tubos en los que la
disolución no sea total, calentar en un baño de agua hirviendo, previamente preparado,
y agregar, si es necesario, más disolvente para determinar si el compuesto A es
insoluble en alguno de estos disolventes (cuidar que no existan mecheros prendidos).
Si la acetanilida se disolvió en caliente en algún disolvente, coloque éste en un vaso de
precipitados con hielo y observe si el compuesto cristaliza una vez enfriado el
disolvente.
Con base en sus resultados, concluya cuál es el disolvente adecuado para la
recristalización del compuesto A.
Proceder de la misma forma con el ácido salicílico (compuestos B) y dibenzalacetona
(compuesto C).
EDICIÓN 2015 19
Complete la siguiente tabla con los resultados obtenidos en las pruebas de solubilidad.
Utilice las siguientes claves: IF = Insoluble en frío, SF = Soluble en frío, SC = Soluble en
caliente y P = Precipita al enfriar la solución.
agua acetona etanol acetato de
etilo éter etílico
Acetanilida
ác. Salicílico
dibenzalacetona
EXPERIENCIA
B): Purificación de un compuesto orgánico sólido obtenido por síntesis.
SÍNTESIS DE ACETANILIDA.
La síntesis de acetanilida es la reacción que servirá de ejemplo para la obtención y
posterior purificación de un producto de síntesis, la cual consiste en la acetilación de
anilina con anhídrido acético. Esta es una reacción de adición nucleofílica, en la que el
grupo básico (-NH2), efectúa un ataque nucleofílico sobre el átomo de carbono
carbonílico del anhídrido, que es un centro electrofílico. De manera general, la reacción
transcurre muy rápidamente con cloruros de ácido, más lentamente con anhídridos de
ácido y muy lentamente con los ácidos carboxílicos, que en este último caso, para que
se produzca la reacción se requiere una temperatura elevada. Por ejemplo, la
fabricación industrial de la acetanilida se realiza calentando una mezcla de anilina y
ácido acético durante unas seis u ocho horas; en tanto que mediante el uso de
anhídrido acético, reacciona con las aminas a una velocidad tal, que es adecuada para
su realización en el laboratorio.
Reacción.
NH2
O
O O N
O
H
O
OH+
+H+
Procedimiento para la experiencia B:
En un matraz balón de fondo plano colocar 2.5 mL de anilina, 0.5 ml de ácido acético
glacial y después de una ligera agitación adicionar 4 ml de anhídrido acético (al agregar
el anhídrido acético puede observarse desprendimiento de calor). El anhídrido acético
es un irritante fuerte, por lo que esta operación debe llevarse a cabo en la campana.
Adaptar al matraz un refrigerante de agua en posición de reflujo y calentar la solución a
ebullición durante 10 min (Opcional: Llevar a cabo el calentamiento en baño de aceite).
Enfriar un poco el matraz y verter el contenido en un vaso que contenga 15 mL de agua
y aproximadamente 15 g de hielo. Agitar bien la mezcla, filtrar la acetanilida y lavar los
EDICIÓN 2015 20
cristales con pequeñas porciones de agua fría. Tomar una pequeña muestra para
determinar punto de fusión de la acetanilida sin recristalizar.
Purificación de la acetanilida por recristalización.
En este punto se hará adicionalmente una demostración del uso del carbón activado
para eliminar impurezas coloridas. En un vaso de precipitados colocar toda la
acetanilida sintetizada en el experimento anterior. Agregar una gota de azul de metileno
como contaminante colorido y disolver en la mínima cantidad de agua calentando a
ebullición. Es importante recordar que se debe preparar una solución saturada, por lo
que todo el sólido se debe disolver en la mínima cantidad de agua a ebullición. Cuando
se haya disuelto totalmente la acetanilida, retirar brevemente el mechero y adicionar
una pequeña cantidad de carbón activado; reanudar el calentamiento hasta ebullición y
filtrar en caliente. Posteriormente dejar enfriar el filtrado hasta 40ºC aproximadamente
(temperatura a la cual se puede tomar el vaso de precipitados con las manos), y
sumergir en baño de hielo hasta la precipitación total de la acetanilida. Pesar el papel
filtro en donde se recuperará la acetanilida para facilitar su cuantificación. Separar por
filtración y secar. Determinar el rendimiento del producto obtenido y el punto de fusión
de la acetanilida recristalizada. Es importante recordar que este producto deberá ser
entregado en un frasco debidamente rotulado al profesor, ya que será empleado como
materia prima en prácticas subsecuentes.
Punto de fusión de:
Acetanilida cruda _________ Acetanilida recristalizada: _________
Cálculo de rendimiento de producto obtenido:
Rendimiento Teórico: _________ Rendimiento Experimental: _______
Tratamiento de residuos.
Las aguas madres resultantes de la recristalización pueden ser vertidas en la tarja con
agua corriente, puesto que el exceso de anhídrido se hidroliza a ácido acético y este se
encuentra diluido en agua.
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DIAGRAMA DE FLUJO
EDICIÓN 2015 22
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL
1. Hacer un esquema general de la técnica de recristalización.
2. ¿En qué casos y con qué finalidad se lleva a cabo una recristalización?
3. Explicar para qué sirve el carbón activado
4. ¿Por qué es importante reducir al mínimo la evaporación durante la filtración de una solución
caliente?
5. En la purificación de un sólido por recristalización en un disolvente, explicar si es aconsejable
enfriar la solución rápida o lentamente.
6. Si los puntos de fusión determinados a los compuestos purificados, no coinciden con los
reportados. Indica qué interpretación se daría a este hecho y proponga qué procedimiento
seguiría con base en su interpretación.
7. ¿Por qué aumenta la solubilidad de un compuesto en un disolvente al aumentar la
temperatura?
EDICIÓN 2015 23
8. ¿Qué condiciona que una sustancia (soluto) se solubiliza en otra (disolvente).
9. En una recristalización qué ventajas tendrá el agua sobre el éter y el benceno.
10. ¿Qué ventajas tendrá el tetracloruro de carbono sobre el éter y el benceno en una
recristalización?
11. ¿Por qué en condiciones de saturación ya no es posible disolver más cantidad de soluto?
12. ¿Para qué se calienta a reflujo durante 10 minutos la mezcla de anilina, anhídrido acético y
agua?
13. En la síntesis de acetanilida, explicar con qué fin se enfría la mezcla de reacción.
EDICIÓN 2015 24
Observaciones
Resultados
Análisis de Resultados
Conclusiones
EDICIÓN 2015 25
PRÁCTICA 3
EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO
Objetivos:
General:
Conocer la técnica como método de separación y purificación de
sustancias integrantes de una mezcla
Particulares:
Aplicar la técnica en la purificación de compuestos orgánicos, tanto
neutros como ionizables.
Elegir los disolventes adecuados para un proceso de extracción.
Realizar diferentes tipos de extracción: múltiple y selectiva.
Introducción.
Extracción con disolventes orgánicos.
La extracción es una técnica de transferencia de un soluto de un disolvente a otro. El
soluto se extrae por un proceso de distribución.
Cuando una disolución (soluto A en un disolvente 1) se agita con un segundo disolvente
(Disolvente 2) con el cual es inmiscible, el soluto se distribuye entre las dos fases hasta
lograr una situación de equilibrio.
Donde [A]o es la concentración del analito en la fase orgánica y [A]aq es la
concentración del analito en la fase acuosa.
Al separarse las dos capas de los disolventes inmiscibles se determina la concentración
del soluto en cada capa, la relación de las concentraciones en cada fase es una
constante. Esta constante, es llamada coeficiente de distribución (o partición), K, la cual
es definida por:
Donde C1 y C2 son las concentraciones en equilibrio, en g/L, del soluto en el disolvente
1 y en el disolvente 2 a una temperatura determinada.
Esta relación es independiente de la concentración total y de los volúmenes de los
disolventes. El coeficiente de distribución tiene un valor constante para cada soluto y es
dependiente de la naturaleza del disolvente utilizado en cada caso.
Con base en el coeficiente de distribución, no todo el soluto se transfiere al disolvente 2
en una sola extracción a menos que el valor de K sea muy alto. Generalmente se
requieren varias extracciones para eliminar el soluto del disolvente 1. Los disolventes
orgánicos utilizados en extracción deben tener baja solubilidad en agua, alta capacidad
de solvatación hacia la sustancia que se va a extraer y bajo punto de ebullición para
facilitar su eliminación posterior. La extracción tiene amplia aplicación en Química
Orgánica. Se utiliza para extraer productos y eliminar impurezas de las mezclas de
EDICIÓN 2015 26
reacción, se emplea también para extraer productos de tejidos animales o de plantas.
Para extraer un soluto de una disolución es más efectivo realizar varias extracciones
empleando volúmenes pequeños (extracción múltiple), que realizar una sola extracción
(extracción simple) mediante el empleo de un volumen grande de disolvente.
Matemáticamente esto se comprueba con la siguiente expresión: n
nVKV
VWW
12
10
Donde:
Wn = g de soluto remanentes en la fase acuosa después de n extracciones.
Wo = g de soluto en fase acuosa.
K = coeficiente de partición
V1 = volumen total de la solución de la solución a extraer
V2 = volumen del disolvente de c/u extracción
n = No. De extracciones
Extracción selectiva
La extracción selectiva se emplea para separar mezclas de compuestos orgánicos, en
función de la acidez, de la basicidad o de la neutralidad de éstos. Para realizar estas
separaciones, es necesario utilizar sustancias activas, éstas pueden ser ácidos o
básicos. Las sustancias activas ácidas que más se utilizan son el HCl y el H2SO4 en
disolución acuosa del 5 al 10 %.
Las sustancias activas básicas pueden ser fuertes como NaOH, KOH o moderados
como NaHCO3 y Na2CO3 en disolución acuosa al 5 ó 10 %.
La extracción selectiva se basa en una reacción ácido-base entre el producto a separar
y el disolvente activo adecuado. Los compuestos iónicos son más solubles en agua que
los compuestos covalentes y éstos son más solubles en disolventes orgánicos que
aquéllos.
Los compuestos básicos como aminas, se extraen con disolventes activos ácidos (HCl
al 5 ó 10%); la reacción que ocurre es la siguiente:
R―NH2 + HCl R―NH3+ - Cl
Unión covalente Unión iónica
Menos polar Más polar
Soluble en disolventes orgánicos Soluble en agua
Los ácidos carboxílicos reaccionan con bases como NaOH, Na2CO3 o NaHCO3 al 5 ó
10%.
Las reacciones ácido-base que se efectúan son las siguientes:
R―COOH + NaOH R―COO-+Na + H2O Unión covalente Unión iónica
Menos polar Más polar
Soluble en disolventes orgánicos Soluble en agua
EDICIÓN 2015 27
Los fenoles son compuestos menos ácidos que los ácidos carboxílicos. Por esta
característica, reaccionan únicamente con bases fuertes como NaOH a las mismas
concentraciones ya mencionadas, lo anterior constituye la base para separar ácidos de
fenoles.
Ar―OH + NaOH Ar―O-+Na + H2O Fenol Fenóxido de sodio sal soluble en agua
La extracción selectiva también se utiliza para eliminar impurezas ácidas o básicas a un
producto aislado de una mezcla de reacción. Los compuestos que no tienen
características ácidas o básicas los consideramos neutros. Los compuestos extraídos
pueden recuperarse por neutralización de la sustancia activa para extraer.
Si un compuesto está disuelto en fase acuosa básica éste puede recuperarse
acidificando la disolución. Por el contrario, si el compuesto está disuelto en fase acuosa
ácida, puede recuperarse al agregar una base y modificar el pH hasta lo básico. Los
compuestos neutros disueltos en un disolvente orgánico, se recuperan al eliminar el
disolvente por destilación.
El embudo de separación
El embudo de separación es la pieza que se utiliza en la extracción. El tapón y la llave,
que deben estar bien ajustados, se lubrican con una “grasa” adecuada antes de usarlos.
El embudo debe agitarse moderadamente y purgarlo (aliviar la presión) con frecuencia,
para evitar la presión en su interior. La forma correcta de agitar el embudo se muestra
en la Figura 1.
Figura 1.
Método sugerido para la realización de la extracción líquido-líquido.
Después de agitar el embudo se deja reposar para la formación de una interfase que da
la pauta para la separación de las fases, Figura 2. En la identificación de fases es
importante conocer las densidades de los disolventes orgánicos para ubicar su posición
en el embudo con respecto a la fase acuosa. El número de extracciones en cada caso
depende del coeficiente de distribución del disolvente.
EDICIÓN 2015 28
Figura 2.
Separación de fases.
Emulsiones
Con frecuencia se forman emulsiones durante el proceso de extracción. Éstas pueden
romperse mediante:
Un movimiento de giro suave al líquido del embudo.
Agitación vigorosa de la capa emulsionada.
Agitar la fase acuosa con una disolución saturada de cloruro de sodio.
Centrifugación.
Agentes desecantes químicos.
Un desecante debe reunir ciertas condiciones:
No reaccionar con la sustancia que se va a secar.
Ser eficaz, o sea, tener alto poder desecante; esto es, eliminar el agua
completamente o casi completamente cuando se alcanza el equilibrio.
Tener gran capacidad de desecación, es decir, eliminar una gran cantidad de
agua por unidad de peso de desecante.
Secar rápidamente (alcanzar rápido el equilibrio).
Separarse fácilmente de la sustancia una vez seca.
Los desecantes químicos pueden dividirse en dos grupos:
a) Aquellos que reaccionan químicamente con el agua en un proceso no reversible,
lo cual da lugar a un nuevo compuesto libre de agua.
b) Los que se combinan reversiblemente con el agua para formar un hidrato.
Parte Experimental
Propiedades Físicas de los Reactivos S a c a r o s a Á c i d o B e n z ó i c o
Peso Molecular 342.3 g/mol 122.1 g/mol
Punto de fusión 160-186 ºC 122.4 ºC
Punto de ebullición ------------------------- 249.0 ºC
pKa ------------------------- 4.20
Solubilidad s. en agua y etanol
l. s. en éter
s. en etanol, éter y benceno
l. s. en agua, tetracloruro de carbono
EDICIÓN 2015 29
Reactivos Material
Sacarosa R.A. 1.0 g 1 Vaso de precipitados de 50 mL
Ácido benzoico R.A. 1.0 g 1 Vaso de precipitados de 100 mL
Éter etílico R.A. 30 mL 1 Embudo de separación con tapón esmerilado.
HCl al 10% 10 mL 1 Probeta de 50 mL
NaOH al 10% 10 mL 1 Pipeta graduada de 10 mL
Etanol 10 mL 1 1 Matraz balón de 250 mL 14/23
Hexano 10 mL 1 Refrigerante recto
Benceno 10 mL Papel indicador de pH 0-14
Metanol 10 mL 3 Mangueras de látex
Cloruro de metileno 10 mL 1 Mechero de Bunsen
Disoln. de NaCl saturada 1 Tapón adaptador
Sulfato de sodio anhidro 1 Baño María
1 Soporte universal y pinzas de tres dedos con nuez
1 Anillo y rejilla de asbesto
Desarrollo Experimental
EXPERIENCIA A: Extracción
1. En un vaso de precipitados colocar 0.5 g de sacarosa y 0.5 g de ácido benzoico.
y solubilizarlos con 35 mL de agua.
2. Verter la disolución en un embudo de separación y agregar 10 mL de éter etílico.
3. Mezclar cuidadosamente, de acuerdo al procedimiento descrito en la figura,
dejando aliviar la presión interna del embudo de separación.
4. Dejar reposar el embudo con la disolución y observar cómo se separan las dos
capas. Drenar la fase acuosa en un matraz Erlenmeyer y la fase etérea en un
vaso de precipitados. Cubra el vaso con un trozo de papel aluminio.
5. Secar la fase orgánica con sulfato de sodio anhidro.
6. Decantar y evaporar el éter en un baño de agua caliente sin llegar a sequedad.
(PRECAUCIÓN: Los vapores de éter son inflmables, es recomendable recuperar
el éter mediante una destilación simple). Pesar el residuo sólido y comparar con
la mezcla original.
7. Calcule el rendimiento.
EXPERIENCIA B: Variación del pH
1. En un vaso de precipitados disolver una mezcla de 0.5 g de sacarosa y 0.5 g de
ácido benzoico y solubilizarlos con 25 mL de solución de NaOH al 10% a pH = 12.
2. Verter la disolución en un embudo de separación y agregar 10 mL de éter etílico.
3. Mezclar cuidadosamente, dejando aliviar la presión interna del embudo.
4. Dejar reposar el embudo con la disolución y observar cómo se separan las dos
capas.
5. Drenar la fase acuosa en un matraz erlenmeyer y la fase etérea en un vaso de
precipitados, posteriormente evaporar la fase etérea.
6. Observar y concluir.
7. Escribir la reacción entre el ácido benzoico y el NaOH.
EDICIÓN 2015 30
EXPERIENCIA C:
Extracción de Licopenos.
1. En un matraz balón 14/23 de 250mL colocar 20 g de jitomate previamente
macerado en un mortero y agregar 10 mL de etanol al 95%.
2. Adaptar un refrigerante 14/23 en posición de reflujo y calentar en un baño de agua
a ebullición durante 5 minutos.
3. Filtrar la mezcla en caliente y presionar el sólido suavemente, recogiendo el
filtrado amarillo en un matraz erlenmeyer.
4. Transferir el residuo sólido de la filtración al matraz balón 14/23 de 250 mL y
agregarle 10 mL de cloruro de metileno.
5. Calentar la mezcla a reflujo en baño maría durante 3-4 min. (CH2Cl2 p.eb. 41° C,
es un líquido altamente tóxico; EVITAR INHALAR LOS VAPORES).
6. Filtar el extracto y adicionar al residuo sólido en el papel 2 ó 3 porciones de 10 mL
de CH2Cl2.
7. Reunir los extractos de CH2Cl2 con el primer extracto etanólico.
8. Pasar la solución a un embudo de separación, agitar y agregar 20 mL de una
disolución saturada de NaCl.
9. Separar la capa inferior colorida en un vaso de precipitados y secar la con Na2SO4
anhidro.
10. El licopeno obtenido es inestable a la luz y al aire, guardar el extracto para la
práctica de cromatografía en un frasco ámbar con tapa.
EXPERIENCIA D: Extracción de Carotenos.
Los carotenos son tetraterpenos. Están presentes en la mayoría de las plantas
verdes. Los carotenos sirven como precursores de la vitamina A, ya que pueden ser
convertidores a ésta por enzimas del hígado.
1. Hacer un extracto de hojas de espinacas, macerándolas con 30 mL de una mezcla
benceno-hexano-metanol en partes iguales.
2. Verter la mezcla en un embudo de separación y lavar 2 veces la capa orgánica,
utilizando porciones de 30 mL de agua.
3. Separar la capa orgánica y secarla con sulfato de sodio anhidro.
4. Decantar y destilar hasta obtener un residuo de 5 mL.
5. Guardar el extracto para la siguiente práctica en un frasco ámbar tapado.
EDICIÓN 2015 31
DIAGRAMA DE FLUJO
EDICIÓN 2015 32
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL
1. Escriba las ecuaciones involucradas en el proceso de extracción selectiva.
2. En un proceso de extracción, investigue que es más eficiente, hacer cuatro
extracciones con 50 mL de éter ó dos extracciones con 100 mL del mismo.
3. Investigue como se determina el coeficiente de partición K de manera práctica.
4. Cuales serían los factores que pudieran intervenir en la eficiencia de la extracción
que usted realizó en el laboratorio.
5. Investigue la estructura de los carotenos y de los licopenos extraidos en la práctica,
así como su coeficiente de extinción molar.
EDICIÓN 2015 33
Observaciones
Resultados
Análisis de Resultados
Conclusiones
EDICIÓN 2015 34
PRÁCTICA 4
CROMATOGRAFÍA
OBJETIVOS
1. Conocer la técnica de cromatografía y los factores experimentales que la afectan.
2. Aplicar y comparar los métodos cromatográficos de capa fina y columna, para
separar, identificar y purificar compuestos orgánicos.
3. Observar el efecto de diferentes fases móviles y estacionarias en la separación.
4. Determinar los valores de Rf, como un parámetro en la identificación de los
compuestos separados.
ANTECEDENTES
Según la definición dada por Keulemans, la cromatografía es un método en el que los
componentes a separar se distribuyen entre dos fases, una de las cuales constituye un
lecho estacionario de amplio desarrollo superficial y la otra es un fluido que pasa a
través o a lo largo del lecho estacionario.
INTRODUCCIÓN
La cromatografía consiste en una serie de métodos que sirven para la separación de
una mezcla de solutos. Se basa en la diferente velocidad con que se mueve cada uno
de los solutos a través de un medio poroso, arrastrados por un disolvente en
movimiento.
El fundamento de la cromatografía consiste en el reparto o distribución diferencial de
dos o más compuestos (llamados solutos) entre dos fases, una de las cuales
permanece fija, por lo que se le denomina fase fija o estacionaria y otra que fluye a
través de ella, por lo que se le denomina fase móvil o eluyente. Como la fase
estacionaria debe permanecer fija, su estado físico se limita a sólidos y líquidos, en
tanto que la fase móvil requiere ser un líquido o un gas para poder fluir. Tomando en
consideración el estado físico de las fases, la cromatografía se clasifica en dos grandes
categorías y dos subcategorías cada una:
1) CROMATOGRAFÍA DE GASES.
En ésta, la fase móvil es un gas y la estacionaria puede ser un líquido o un
sólido, por lo que existen dos variantes:
a) Cromatografía sólido-gas (CSG)
b) Cromatografía líquido-gas (CLG)
EDICIÓN 2015 35
2) CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS.
En ésta, la fase móvil es un líquido y la estacionaria puede ser un sólido o un
líquido, por lo que existen dos variantes:
a) Cromatografía sólido-líquido (CSL)
b) Cromatografía líquido-líquido (CLL)
Cuando la fase estacionaria es sólida, la cromatografía puede ser en columna y en
placa (también llamada cromatografía de capa fina).
Las separaciones por cromatografía de reparto, son particularmente interesantes para
los compuestos solubles en agua. Asimismo, de acuerdo con el mecanismo
predominante en el reparto diferencial de solutos, las técnicas cromatográficas se
clasifican de la siguiente forma:
a) Adsorción Fenómeno de adhesión superficial cuyo mecanismo consiste
en interacciones bipolares.
b) Partición Fenómeno de reparto entre las dos fases debido a su
solubilidad. La solubilidad es una medida de la polaridad y
de otro tipo de interacciones moleculares.
c) Intercambio iónico Fenómeno superficial debido a interacciones entre iones de
diferente carga.
d) Ultra filtración Como su nombre lo indica, se debe a un fenómeno de
tamizado molecular.
Debido a su distribución diferencial entre las fases móvil y estacionaria, dos solutos
aplicados en un extremo del sistema cromatográfico recorrerán el mismo camino a
diferentes velocidades, arrastrados por la fase móvil, con su consecuente elución en
diferentes tiempos o volúmenes, lo cual permite diferenciar a cada analito por sus
propiedades cromatográficas
Los sistemas cromatográficos pueden ser:
a) Cromatografía en columna.
El sistema cromatográfico en columna más sencillo consta de un reservorio para
el eluyente (fase móvil); una columna que debe empacarse homogéneamente, la fase
estacionaria en cuyo extremo superior se aplica la muestra por separar (solutos); un
sistema de control de flujo (llave de paso o pinzas) y los recipientes para recibir los
volúmenes eluidos, como se observa en la siguiente figura.
EDICIÓN 2015 36
1. Adición de eluyente
2. Mezcla de A y B
3. Posición de A después de una elución parcial
4. Posición de B después de una elución parcial
5. Eluato
b) Cromatografía en placa fina.
Este sistema consta de un recipiente o cámara del tamaño adecuado para contener una
placa de vidrio o aluminio adsorbida con sílica gel. En la cámara se coloca una muestra
del o los disolventes que servirán de fase móvil.
En la placa cromatográfica, que puede ser de tamaño variable, se coloca una muestra
de la mezcla de solutos, aproximadamente a 0.5 cm del extremo inferior de la placa.
Una vez que el eluyente (fase móvil) ha ascendido, por capilaridad hasta 0.5 cm antes
del extremo superior de la placa, se saca de la cámara, se le evapora el disolvente y se
revela con luz ultravioleta (UV) si se han usado placas de sílica gel adsorbidas con
fluoresceína, en éste caso, el revelador será una lámpara de luz ultravioleta que opera
a una longitud de onda de 254 nm. También se puede revelar la placa cromatográfica
en una cámara de yodo o por aspersión de un reactivo revelador como KMnO4 o H2SO4
y calor:
EDICIÓN 2015 37
Esquema gráfico que muestra la preparación de capilares para la aplicación de
las muestras en la placa cromatográfica.
Representación esquemática sobre la aplicación, elución y determinación de los
Rf de los componentes de una muestra.
Parámetros cromatográficos.
a) En el caso de la cromatografía en columna automatizada (HPLC), éstos son:
i. Tiempo muerto (to). Tiempo que tarda un soluto idealmente no retenido, en
salir del sistema cromatográfico.
ii. Tiempo de retención (tr). Tiempo que tarda el 50 % de un soluto en eluir y
corresponde a la posición de máxima concentración en un cromatograma.
iii. Velocidad de flujo del disolvente (F).
iv. Volumen de retención (Vr): Volumen en el que eluye el 50 % de un soluto.
Se calcula con la ecuación:
Vr = tr F
EDICIÓN 2015 38
Para procesos sistematizados (como son la Cromatografía de gases y la Cromatografía
de Líquidos a Alta Presión) encontramos que además de los incisos i a iv, dos
parámetros de gran importancia son:
v. Factor de selectividad (α): Medida relativa del grado de separación de dos
solutos. Se calcula mediante la ecuación:
oar
obr
tt
tt
)(
)(
vi. Resolución (Rs): Medida absoluta de separación. Se calcula mediante la
ecuación: 2)(
)(2 )()(
ba
brar
sWW
ttR
vii. Donde Wa y Wb corresponden a los tiempos del ancho de un pico en su base.
b) En el caso de la cromatografía en capa fina, los parámetros más usuales son:
i. Frente del disolvente (fd).
ii. Centro del soluto (fs).
iii. Relación de frentes (Rf): Cociente de la división fs/fd. Se utiliza con fines de
identificación de compuestos cuando se tienen patrones de referencia.
iv. Diferencia de Rfs. Medida cuantitativa del grado de separación.
REACTIVOS
Sílica-gel para columna 4 g
Hexano: Acetato de Etilo 1:1 30 mL
Acetato de Etilo: metanol 1:1 30 mL
Acetato de Etilo: metanol 7:3 10 mL
Acetato de Etilo: metanol 1:1 10 mL
Mezcla de colorantes anaranjado de metilo-azul de metileno 1:1 10 mL
MATERIAL
1 Soporte universal
1 Columna para cromatografía
1 Pinzas para bureta
2 Pipeta graduada de 5 Ml
1 Pinzas universales
1 Vaso de precipitados de 100 mL
1 Matráz Erlenmeyer de 200 mL
10 Tubos de ensayo
1 Cámara cromatografíca
1 Capilares sin heparina
1 Cromato placa de sílica gel F254 de 5x2 cm
1 Agitador de vidrio
1 Probeta graduada de 100 mL
1 Gradilla para tubos de ensaye
EDICIÓN 2015 39
PARTE EXPERIMENTAL
EXPERIENCIA 1. SEPARACIÓN DE CAROTENOS
HACER EL SIGUIENTE PROCEDIMIENTO CON LA AYUDA DEL PROFESOR DE LA
SECCIÓN:
Colocar la columna para cromatografía con una pinza universal o con una pinza para
bureta e introducirle por medio de un agitador, un trozo de algodón hasta la base de la
misma.
Empacar la columna con sílica-gel adicionando por la parte superior una suspensión de
4 g de sílica-gel en una mezcla de Hexano: Acetato de etilo (1:1) manteniendo un goteo
uniforme en la llave de salida del disolvente durante todo el procedimiento.
Introducir un círculo de papel filtro de diámetro ligeramente inferior al del interior de la
columna y asentarlo en la superficie de la sílice y llenar en su totalidad la columna
cromatográfica con el disolvente.
Dejar gotear el disolvente y esperar hasta que el disolvente quede ligeramente arriba de
la fase estacionaria, depositar sobre el papel filtro 10 gotas del concentrado de
espinacas con ayuda de una pipeta graduada, cuidando de no derramarlo por las
paredes de la columna, nunca permitir que el nivel del disolvente baje más allá de
la superficie de la sílice, ya que ésta se agrietaría y no permitiría un desarrollo
homogéneo).
Mantener el goteo hasta que los pigmentos penetren en la sílice y llenar lentamente la
columna con la mezcla de Hexano-Acetato de Etilo (1:1). Volver a abrir la llave para
permitir el desarrollo del cromatograma, manteniendo constante el volumen del
eluyente.
Recoger la primera fracción colorida en tubos de ensayo numerados y cubiertos con
papel aluminio. Cuando termine de eluir esta primera fracción, cambiar el eluyente a
Acetato de Etilo: Metanol (1:1) y recoger la siguiente fracción en tubos de ensayo
numerados y cubiertos con papel aluminio.
EXPERIENCIA 2. SEPARACIÓN DE LICOPENOS.
Hacer la cromatografía en columna del extracto de jitomate para la separación de
licopenos, en la misma forma en que se efectuó para el extracto de espinaca.
EXPERIENCIA 3. SEPARACIÓN POR CROMATOGRAFÍA EN PLACA FINA DE UNA
MEZCLA DE COLORANTES.
En una cromatoplaca de 5 2 cm dibujar con un lápiz de punta suave una línea a 0.5
cm de distancia del borde inferior; aplicar sobre ésta en dos puntos equidistantes, por
EDICIÓN 2015 40
medio de una micropipeta previamente elaborada con un capilar, una mezcla de
colorantes. Dejar secar y desarrollar el cromatograma en una mezcla Acetato de Etilo:
Etanol (7:3), teniendo cuidado de que éste no rebase los puntos de aplicación y de que
eluya hasta 0.5 cm antes del borde superior de la placa. Secar, observar y calcular los
valores de Rf. para cada componente.
RESULTADOS Y CONCLUSIONES.
El alumno deberá analizar y concluir cada una de las experiencias realizadas.
EDICIÓN 2015 41
DIAGRAMA DE FLUJO
EDICIÓN 2015 42
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL
1. ¿Qué precauciones se deben tener al empacar una columna de cromatografía.
2. ¿Qué fracciones se separaron por cromatografía en columna, de los extractos de
espinaca, jitomate y cómo se identificaron.
3. Escriba ¿qué conclusiones se obtienen de la cromatografía en capa fina y de la
cromatografía en columna?
4. Definir los siguientes términos: Adsorción, partición, eluyente, eluato, disolvente,
fase móvil, fase estacionaria, Rf.
EDICIÓN 2015 43
5. Especificar en qué parte de la práctica tienen aplicación los términos anteriores.
6. Hacer una comparación entre la cristalización, extracción, destilaciones y
cromatografía, en cuanto a la eficiencia como métodos de separación y purificación.
7. Establecer una distinción clara entre cromatografía en columna y capa fina e indicar
en qué casos es preferible alguno de los dos métodos.
EDICIÓN 2015 44
Observaciones
Resultados
Análisis de Resultados
Conclusiones
EDICIÓN 2010 45
PRÁCTICA 5
SÍNTESIS A MICROESCALA DE
ÁCIDO FUMÁRICO
OBJETIVOS.
1.- Convertir un isómero cis en un isómero trans.
2.- Diferenciar los isómeros geométricos del ácido 2-butenodioico.
INTRODUCCIÓN.
El término estereoisómeros se utiliza para designar los compuestos que poseen igual
fórmula molecular e igual conectividad, pero que se distinguen entre sí por la relación
espacial de los átomos o grupos dentro de la molécula.
Esto origina dos tipos de estereoisómeros:
a) Los que guardan entre sí una relación objeto-imagen especular.
b) Aquellos en los que esta relación no existe.
Los primeros se denominan enantiómeros y los segundos diastereómeros. Un tipo de
diastereómeros es el de los isómeros geométricos, que deben su existencia a la
imposibilidad de rotación a través de un doble enlace o de un anillo. Al bisectar un doble
enlace con un plano que pase por el núcleo de los dos átomos de éste, dos grupos
diferentes entre si pueden ubicarse de dos maneras con relación al doble enlace.
1. Ambos del mismo lado del plano.
2. Uno a cada lado del plano.
El primer arreglo da lugar a la isomería cis- (del latín: a este lado) o también (Z), en
tanto que el segundo origina la isomería trans- (del latín: al otro lado) o (E).
De acuerdo con esto, existen 2 ácidos 2-butenodioicos: el cis-2-butenodioico y el trans-
2-butenodioico
OH
OH
O
O
H
H H
OH
O
H
O
HO
Ac. cis-2-butenodioico Ac. trans-2-butenodioico
EDICIÓN 2010 46
REACCIÓN.
Los ácidos butenodioicos se pueden interconvertir, siempre y cuando desaparezca el
doble enlace, ya que se requiere de un giro a través del eje de éste.
MECANISMO.
El mecanismo se inicia con una reacción ácido-base entre un carbonilo del ácido
maleico y el HCl para dar (B). Esto facilita la deslocalización de los electrones que
conduce a la desaparición del doble enlace entre C2 y C3 originándose un carbocatión
(C) con hibridación sp3 y el enlace simple, que permite el giro entre estos 2 carbonos
para dar (D). A continuación, por otra deslocalización electrónica, se regenera el doble
enlace (E) y finalmente por una reacción de desprotonación, se obtiene el ácido
fumárico (F).
OH
OH
O
O
H
H H
OH
O
H
O
HO
H
OH
OH
O+
O
H
H
H
B
OH
OH
OH
O
H
H
C
H
OH
OH
H
O
HO
D
H
OH
O
H
O
HO
H
E
H
OH
O
H
O
HO
H +
+
Ac. trans-2-butenodioico
ácido Fumárico
F
OH
OH
O
O
H
H
H +
Ac. cis-2-butenodioico
ácido Maleico
A
EDICIÓN 2010 47
PROPIEDADES FÍSICAS
PROPIEDAD ÁCIDO
MALEICO
ÁCIDO.
FUMÁRICO
P.M. g/ mol 116 116
pf ( C ) 131-139 (desc.) 286
Solubilidad en agua a 25C(g/100
ml)
79 0.7
pka1 1.9 3.0
pka2 6.5 4.0
MATERIAL REACTIVOS
Juego de destilación a microescala Acido Maleico 2.5 g
1 Soporte Acido Clorhídrico 5 mL
1 Anillo
1 Mechero ó parrilla
1 Matráz Erlenmeyer de 125 mL
1 Matráz Erlenmeyer de 250 mL
Embudo de vidrio
3 Vasos de precipitados de 150 mL
1 Probeta de 100 mL
PARTE EXPERIMENTAL
Preparar por sección una solución al 40% de ácido maleico en agua, se puede calentar
para favorecer la solución. El volumen será determinado de acuerdo al número de
equipos por sección. El volumen que ocupará cada equipo será de 1ml.
1.- En el matraz de reacción vertir 1 mL de la solución al 40% de ácido maléico, medido
con pipeta graduada.
2.- Adicionar lentamente 2 mL de ácido clorhídrico concentrado por las paredes del
matraz de reacción (líquido irritante, evitar inhalación y el contacto con la piel).
3.- Adaptar el refrigerante en posición de reflujo
4.- Calentar la mezcla durante 30 minutos a reflujo moderado.
5.- Enfriar a temperatura ambiente y separar por filtración los cristales de ácido
fumárico.
6.- Recristalizar de agua y secar.
7.- Identificar el producto por su punto de fusión.
EDICIÓN 2010 48
DIAGRAMA DE FLUJO
EDICIÓN 2010 49
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL.
1. Escribe tus observaciones del proceso de interconversión de isómeros.
2. Anota las características del producto crudo y el producto recristalizado incluyendo
el punto de fusión de éste último.
3.En la síntesis de ácido fumárico, indicar qué papel desempeña el ácido clorhídrico.
4. Explicar cómo se pueden justificar:
La diferencia en los puntos de fusión de los isómeros estudiados.
a) La diferencia de solubilidad en agua.
b) La diferencia en la primera y segunda constantes de acidez.
EDICIÓN 2010 50
c) Explicar a qué se debe que en el reflujo se observe formación y separación de
cristales.
5. ¿Por qué, de los isómeros cis y trans de esta práctica es la forma trans la que
predomina.
6. ¿Qué pruebas químicas se pueden llevar a cabo para evidenciar la presencia del
grupo funcional carboxilo y la insaturación en el ácido fumárico.
EDICIÓN 2015 51
Observaciones
Resultados
Análisis de Resultados
Conclusiones
EDICIÓN 2015 52
PRÁCTICA 6
SÍNTESIS DE DIBENZALACETONA
(Condensación de Claisen-Schmidt)
OBJETIVOS.
Aplicar la condensación de Claisen-Schmidt para obtener cetona alfa-beta-
insaturada (di-benzalacetona), por condensación de un aldehído aromático con una
cetona alifática.
Purificar e identificar la dibenzalacetona por medio de una reacción química y por la
determinación de su punto de fusión.
INTRODUCCIÓN.
Las reacciones de condensación entre aniones enolato y compuestos carbonílicos, se
pueden considerar entre las más útiles en química orgánica. La condensación implica el
ataque nucleofílico del enolato sobre el centro electrofílico del carbonilo. De manera
general, cuando ésta reacción ocurre entre un enolato derivado de un aldehído ó cetona
y otra molécula de aldehído o cetona, se le denomina condensación aldólica. El
primer producto obtenido en una condensación aldólica es un aldol (beta-hidroxicetona
beta-hidroxialdehído), el cual puede deshidratarse bajo condiciones apropiadas para dar
como producto final un aldehído o cetona alfa-beta-insaturada. En muchas ocasiones es
posible aislar el aldol si así se desea, aunque en otros casos el producto deseado es el
compuesto alfa-beta-insaturado. A continuación se muestra una reacción típica de
condensación aldólica seguida de deshidratación.
O
H
OO
H
O
O OH
H
O
-OH
-
enolatoaldol
cetona
insaturada
--H2O
Un problema que se presenta en la condensación aldólica entre dos moléculas
diferentes, es la posibilidad de obtener varios productos de reacción. Esto se debe a
que generalmente las dos moléculas participantes, tienen hidrógenos enolizables y por
lo tanto se pueden formar enolatos de ambas. También se debe tomar en cuenta, que
las dos moléculas pueden actuar como electrófilo en un momento dado. El problema se
minimiza, si es posible utilizar como electrófilo, un aldehído que no contenga hidrógenos
enolizables, como un aldehído aromático. Cuando el enolato de una cetona se
EDICIÓN 2015 53
O
O
B-
-2H2O
H
O
2+
Acetona DibenzalacetonaBenzaldehido
condensa con un aldehído aromático, la reacción de deshidratación para dar la cetona
alfa-beta-insaturada, ocurre de manera espontánea. Este tipo particular de
condensación aldólica, es conocida como Condensación de Claisen-Schmidt.. La
deshidratación espontánea ocurre porque el producto final contiene un sistema
insaturado altamente conjugado (carbonilo-doble enlace-anillo aromático), que
proporciona estabilidad a la molécula.
REACCIÓN.
En esta práctica se llevará a cabo la síntesis de dibenzalacetona (también conocida
como estirilcetona, dibencilidenacetona ó 1,5-difenil-1,4-pentadien-3-ona), la cual se
obtiene a través de una doble Condensación de Claisen-Schmidt, entre benzaldehído y
acetona, como se muestra en el esquema siguiente:
Las propiedades físicas de las materias primas y del producto, se resumen en la
siguiente tabla.
BENZALDEHIDO ACETONA DIBENZALACETONA
P.M.(g/mol) 106.1 58.1 234.3
p.eb.(ºC) 179 56 ------
p.f.(ºC) -26 -94.9 110-111
Densidad (g/mL) 1.04 0.79 ------
Solubilidad
soluble en alcohol y
éter
poco soluble en agua
soluble en agua,
etanol y éter
soluble en acetona y
cloroformo
poco soluble en alcohol y
éter
insoluble en agua.
EDICIÓN 2015 54
H
O
CH2
O
H
O OO
OOH
H
OOHO
O
H
O OO
OHO
H
OHO
O
H
EtO
OH
OH
EtO
EtO
EtO
EtOH
EtOH
(1)(2)
(3)
(4)
(5)
(6)
(7)
(8)
(9)
(10)
MECANISMO.
El esquema general del mecanismo de reacción, se muestra a continuación. A primera
vista puede parecer muy largo y complicado, sin embargo la síntesis de la
dibenzalacetona involucra dos reacciones consecutivas de condensación de Claisen-
Schmidt catalizadas por base. El mecanismo se divide en diez etapas, cada una de las
cuales se analizan a continuación.
El primer paso (1) es la generación del enolato de la acetona, el cual ataca al carbonilo
del benzaldehído (2) para generar el alcóxido correspondiente, que captura un protón
del disolvente, produciendo un aldol (3). En la etapa (4) muestra la formación de un
nuevo enolato que conduce a la deshidratación del aldol (5), para producir la cetona
alfa-beta-insaturada. En la etapa (6) se forma nuevamente un enolato, ahora en el otro
extremo de lo que era la acetona. El enolato ataca a otra molécula de benzaldehído (7)
para formar un nuevo alcóxido, el cual captura otro protón del disolvente para dar un
segundo aldol (8). Las etapas (9) y (10) muestran nuevamente la formación de otro
enolato, que conduce a la deshidratación del aldol y consecuentemente a la formación
del producto final.
EDICIÓN 2015 55
REACTIVOS MATERIAL
Acetona 0.5 mL 2 Vasos de precipitados de 100 mL
Benzaldehído 1.3 mL 2 Matráz Erlenmeyer de 125 mL
Etanol 20 mL 1 Embudo de vidrio
Hidróxido de sodio 1.25 g 2 Tubos de ensayo
Soln. de NaOH al 10% 12.5 mL 1 Termómetro
Soln. de Br2 / CCl4 gotas 1 Mechero Bunsen
Carbón activado 1 Rejilla
1 Soporte
1 Anillo metálico
1 Tapón de hule
1 Probeta de 50 Ml
1 Baño maría
1 Varilla de vidrio
1 Papel filtro
PARTE EXPERIMENTAL
En un matraz Erlenmeyer de 125 mL disolver 1.25 g de NaOH en 12.5 mL de agua,
controlando que la temperatura de la solución resultante sea menor de 25ºC (enfriar con
agua de la llave si es necesario). El paso anterior no se requiere si la solución al 10%
de hidróxido de sodio ya se tiene preparada. En otro matraz de 125 mL mezclar 1.3 mL
de benzaldehído, 0.5 mL de acetona y 6 mL de etanol, agregar poco a poco y con
agitación, la solución de NaOH al 10% preparada anteriormente. Tapar el matraz con el
tapón de hule y continuar con agitación suave por un período de 15 minutos. Observar y
tomar nota de todos los cambios observados, a continuación filtrar la mezcla que se
obtuvo. Lavar el residuo que queda en el papel (la dibenzalacetona cruda) con dos
porciones de 4 mL de agua.
Purificar la dibenzalacetona por recristalización con etanol. Para esto transferir el sólido
(crudo de reacción) a un vaso de precipitados y adicionar 8 ml de etanol. Calentar el
vaso suavemente (casi hasta ebullición), adicionar otra porción de 2 ml de etanol si el
sólido no se disuelve completamente y volver a calentar. Repetir este proceso hasta
que todo el sólido se disuelva, filtrar en caliente, dejar reposar para que el etanol se
enfríe y el sólido recristalice. Filtrar el sólido nuevamente y dejarlo secar al aire por unos
minutos.
IDENTIFICACIÓN.
1. Para la identificación del producto colocar una mínima cantidad del producto en
un tubo de ensayo y disolverlo en 1 mL de acetona.
2. Simultáneamente tomar otro tubo de ensaye y rotularlo como testigo con 1 mL de
etanol.
EDICIÓN 2015 56
3. A continuación adicionar unas gotas de solución de bromo en tetracloruro de
carbono y observar si hay algún cambio en el color de la solución de bromo.
4. Determinar el punto de fusión del producto seco (de preferencia dejarlo secar hasta
la siguiente sesión) y compararlo con el punto de fusión de la dibenzalacetona pura
110-111º C.
PRECAUCIONES E INDICACIONES.
Tener mucho cuidado al utilizar el mechero. Tanto la acetona como el
benzaldehído y el etanol son sustancias altamente inflamables.
El benzaldehído y el tretracloruro de carbono son tóxicos por inhalación y por
contacto. Trabajar en un área ventilada y tratar de exponerse a los vapores lo
menos posible. Evitar tener contacto directo de estas sustancias con la piel.
Se puede acelerar la cristalización frotando suavemente las paredes internas del
vaso con una varilla de vidrio o bien, si se coloca el vaso de precipitados en el
baño de agua fría, aunque los cristales que se obtienen de esta manera no son tan
buenos como los que se obtienen por precipitación espontánea.
EDICIÓN 2015 57
DIAGRAMA DE FLUJO
SÍNTESIS DE DIBENZALACETONA
EDICIÓN 2015 58
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL
1. ¿Cuál es la función del etanol en la síntesis de la dibenzalacetona?
2. ¿Por qué es necesario mantener la temperatura de la reacción entre 20 y 25ºC.
3. Poco tiempo después del inicio de la reacción aparece un precipitado. ¿De qué
compuesto se trata?
4. En el transcurso de la reacción para obtener dibenzalacetona se forman dos
carbaniones:
(a) Escribir la estructura de cada uno de ellos.
(b) ¿Cuál de los dos sería el más estable.
5. Escribir las reacciones que se llevan a cabo en la parte de la identificación.
EDICIÓN 2015 59
6. Razonando el proceso como una condensación de Claisen-Schmidt, escribir:
(a) Las reacciones necesarias para la obtención de benzalacetofenona (chalcona)
(b) la estructura del carbanión principal que se formaría en el transcurso de la reacción.
7. Explicar por qué en la condensación de Claisen-Schmidt ocurre una deshidratación
espontánea, mientras que en la condensación aldólica se tiene que inducir.
8. ¿A qué se debe que la dibenzalacetona presente color, siendo las materias primas
incoloras?
EDICIÓN 2015 60
Observaciones:
Resultados:
Análisis de resultados:
Conclusiones:
EDICIÓN 2015 61
PRÁCTICA 7
PODER REDUCTOR, FORMACIÓN DE OSAZONAS Y SÍNTESIS DE
PENTAACETATO DE β-D-GLUCOSA
OBJETIVOS.
1. Evidenciar el poder reductor de algunos carbohidratos.
2. Destacar la importancia de la formación de osazonas, para la identificación de
azúcares.
3. Aplicar la reacción de acetilación sobre los grupos hidroxilo de un monosacárido
INTRODUCCIÓN.
a) PODER REDUCTOR Y FORMACIÓN DE OSAZONAS.
Los azúcares reductores son aquellos que presentan un grupo carbonilo libre o
potencialmente libre, susceptible de oxidarse en presencia de complejos cúprico-
alcalinos, lo cual se pone de manifiesto efectuando las pruebas de Benedict o de
Fehling. En la prueba de Fehling, se utiliza un complejo oxidante de tartrato de cobre
divalente, que reacciona con el azúcar, oxidándose éste y dando una mezcla de
productos complejos; el oxidante se reduce a óxido de cobre (I) que es un sólido de
color rojo. En tales oxidaciones se basan varios métodos de análisis cuantitativos de
azúcares.
Los azúcares reductores reaccionan con fenilhidrazina para formar derivados cristalinos
llamados osazonas. Los azúcares que difieren en la configuración del carbono 2
(epímeros) dan la misma osazona, igual que las dos formas anoméricas cíclicas de un
carbohidrato (que difieren en la configuración del carbono 1). Esta reacción es
importante porque permite comparar las configuraciones relativas de los centros
asimétricos que siguen al carbono C2, en aldosas y cetosas. Es importante observar
que la velocidad de formación de las osazonas, varía dependiendo del azúcar que la
origina, aunque la osazona sea la misma; por ejemplo, la osazona de la fructosa se
forma más rápidamente que la osazona de la glucosa. En esta práctica se pone de
manifiesto la velocidad de formación de osazonas de diferentes azúcares; la formación
de osazonas de mono y disacáridos reductores, así como la formación de osazonas de
los productos de hidrólisis de disacáridos no reductores y de un polisacárido.
EDICIÓN 2015 62
REACCIONES.
PODER REDUCTOR AZÚCARES
CHO
OHH
OHH
OHH
OH
ribosa
complejo de tartrato de cobre
CO2
OHH
OHH
OHH
CH2OH
(el cobre está en un estado deoxidación Cu 2+, considerar queel Cu(II) puede tener dos enlaces covalentes y más de coordinación)
producto de oxidaciónde la ribosa
++ Cu2O
O
Cu
O
O
O
O
O
CO2
O2C
H
H
OH
O H
2Na
Una posible representación del
H2O
NaOH
Na
FORMACIÓN DE OSAZONAS
C
C OHH
C OH)n(H
H2C OH
H O
PhNHNH2C
C N
C OH)n(H
H2C OH
H N
NPhH
N Ph
H
NH3 PhNH2 H2O+ +NaHSO3 acuoso
Osazona, observe queel segundo carbono sufreoxidación y que hay epímerosque dan el mismo producto.
+
(genera el medio ácido)
b) SÍNTESIS DE PENTAACETATO DE β-D-GLUCOSA.
La síntesis de pentaacetato de α- y β-D-glucosa, es sólo un ejemplo de una reacción
general para aldosas y cetosas. Los azúcares son compuestos polihidroxilados y es
posible acetilarlos por reacción con anhídrido acético, obteniéndose los acetatos
correspondientes. Si la acetilación es de un monosacárido tipo aldopentosa, se obtiene
un tetraacetato y si se acetila un disacárido con anillos piranósidos, se obtiene un
octaacetato. Los acetatos producidos, se derivan por lo general de la forma cíclica
piranosa; en consecuencia los acetatos existen como pares de anómeros, por ejemplo:
la β-D-glucopiranosa, da el β-D-pentaacetato y la α-D-glucopiranosa, da el α-D-
pentaacetato. Los acetatos son derivados importantes de los azúcares porque:
1. Por lo general son cristalinos y resultan útiles en la purificación y caracterización
de los azúcares.
EDICIÓN 2015 63
2. Se convierten con facilidad en los azúcares libres, mediante una hidrólisis
alcalina suave.
3. Constituyen importantes compuestos de partida para transformaciones sintéticas
de azúcares.
REACCIÓN.
O
HOHO
OH
OH
OH
O
AcOAcO
OAc
OAc
OAc+H3C O CH3
O O
5CH3CO2Na
D-glucosa pentaacetato de
D-glucosa
anhídrido acético
PROPIEDADES FÍSICAS Y FISICOQUÍMICAS
β-D-glucosa
Anhídrido acético
Pentaacetato de β-D-glucosa
P.M.: 180.16 P.M.:102.1 P.M.: 390.34
p.f.: 150.0°C p.eb.: 139°C p.f. 130-132°C
Tipo de sólido y apariencia:
Sólido blanco amorfo
Densidad: 1.08
g/mL
Tipo de sólido y apariencia:
Sólido blanco, cristales finos.
Solubilidad: Agua, alcohol
etílico
Solubilidad: Disolv. No
polares, reacciona con
el agua
Solubilidad: Muy poco soluble
en agua.
MATERIAL.
1 Agitador 1 Matráz Erlenmeyer de 125 mL
16 Tubos de ensayo 1 Matráz Erlenmeyer de 500 mL
3 Vasos de precipitados 1 Refrigerante
1 Gradilla 1 Probeta
4 Portaobjetos 2 Vasos de precipitados de 150 mL
Papel filtro 2 Vasos de precipitados de 200 mL
1 Mortero con pistilo 12 Pipetas de 5 mL por sección.
1 Embudo de filtración
REACTIVOS.
Almidón (solución al 2% y 10%) Acetato de sodio anhidro
Fructosa (solución al 10% y 2%) Anhídrido acético
Glucosa (solución al 10% y 2%) Glucosa anhidra
Lactosa (solución al 10% y 2%) Carbón activado
Sacarosa (solución al 10% y 2%) Hielo
*Reactivo de Fenilhidrazina
Solución saturada de bisulfito de sodio
Ácido clorhídrico concentrado
*Solución “A” de Fehling
EDICIÓN 2015 64
*Solución “B” de Fehling
*Recién preparada
PARTE EXPERIMENTAL.
PODER REDUCTOR.
Colocar 6 tubos de ensayo en una gradilla; a cada tubo agregar 2 mL de solución de
Fehling recientemente preparada (1 mL de solución “A” y 1 mL de solución “B”) y 5 mL
de solución al 10% de cada uno de los azúcares a ensayar. Agitar cada tubo y
colocarlos en un baño maría con agua hirviendo durante dos minutos. Observar y
anotar los resultados. (Tabla 8.1)
FORMACION DE OSAZONAS.
1. Osazonas de monosacáridos (glucosa y fructosa).
Colocar en un tubo de ensayo 5 mL de solución al 2% del azúcar a ensayar, agregar
3 mL del reactivo de fenilhidrazina recientemente preparada* y 0.2 mL de solución
saturada de bisulfito de sodio; mezclar, calentar en un baño maría y anotar el tiempo
en que se forman las osazonas. Continuar el calentamiento por 15 minutos más y
enfriar lentamente; filtrar y lavar el precipitado con agua fría, tomar con un agitador
una pequeña muestra y colocarla sobre un portaobjetos; observar al microscopio y
dibujar los cristales de las osazonas.
*Disolver 50g de clorhidrato de fenilhidrazina y 75g de acetato de sodio trihidratado
en 500 ml de agua.
2. Formación de osazonas de disacáridos (sacarosa, maltosa y lactosa).
Preparar las osazonas de los disacáridos, siguiendo la técnica empleada para
monosacáridos; anotar el tiempo en que se colocan los tubos en el baño maría y
tomar muestras de las mezclas de reacción a los 15, 20 y 30 minutos. Enfriar las
muestras así como la mezcla de reacción, filtrar, lavar con agua fría y observar al
microscopio las osazonas formadas.
3. Formación de osazonas de polisacáridos.
Colocar en un tubo de ensayo 5 mL de solución de almidón al 2% y proceder como
en la técnica para monosacáridos.
1. Formación de osazonas de disacáridos y polisacáridos hidrolizados (sacarosa,
maltosa y almidón).
a) Preparación de hidrolizados. Para el hidrolizado de disacáridos, colocar en un
matraz Erlenmeyer de 125 mL, 2 g del disacárido, agregar 60 mL de agua y 5 mL
de ácido clorhídrico concentrado; calentar a baño maría durante 1 hora y enfriar.
Para el hidrolizado de polisacáridos, colocar 1 mL de ácido clorhídrico y 10 mL
de solución de almidón; calentar a baño maría durante 1 hora y enfriar.
EDICIÓN 2015 65
b) Formación de osazonas de los productos de hidrólisis. Colocar 5 mL de los
hidrolizados en tubos de ensayo y proceder como en la técnica para
monosacáridos.
(Pentaacetato de β-D-glucosa) En un mortero mezclar 2.0 g (0.01 moles) de glucosa
anhidra y 1g (0.01 moles) de acetato de sodio anhidro; pasar la mezcla a un matraz
bola de 50 mL; agregar por el refrigerante 10 mL (0.1 moles) de anhídrido acético
*(líquido altamente irritante), adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar en
baño de aceite hasta disolución. Continuar el calentamiento por una hora más.
SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN
Enfriar un poco la mezcla de reacción y verterla sobre 200 mL de una mezcla agua-
hielo agitando vigorosamente. Continuar la agitación hasta que el sólido formado
quede finamente dividido y dejar reposar durante 30 minutos agitando ocasionalmente.
Filtrar el sólido, lavar con agua fría y recristalizar de agua caliente, utilizando carbón
activado para decolorar.
IDENTIFICACIÓN. Determinar el punto de fusión del pentaacetato de β-D-glucosa.
EDICIÓN 2015 66
DIAGRAMA DE FLUJO
PODER REDUCTOR
EDICIÓN 2015 67
DIAGRAMA DE FLUJO
Síntesis de Pentaacetato de β-D-glucosa
EDICIÓN 2015 68
TABLA DE RESULTADOS DE LAS PRUEBAS
AZÚCAR PRUEBA DE FEHLING FORMACIÓN DE OSAZONAS
SI NO TIEMPO
Fructosa
Glucosa
Manosa
Maltosa
Lactosa
Sacarosa
Almidón
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL
1. ¿Cuál es la razón de utilizar clorhidrato de fenilhidrazina como reactivo, en lugar de
fenilhidrazina base, en esta reacción?
2. Si se utilizara clorhidrato de fenilhidrazina en la reacción de obtención de osazonas
¿cómo se obtendría la fenilhidrazina base?
3. ¿Por qué se emplea la solución de bisulfito de sodio, en la formación de osazonas?
EDICIÓN 2015 69
4. Explicar las diferencias en la formación de osazonas entre monosacáridos y
disacáridos.
5. Indicar, por medio de reacciones, cuáles azúcares dan positiva la prueba de Fehling;
dar el nombre de los productos.
6. Explicar por qué se utiliza el cobre como tartrato y no como sulfato.
7. Dar tres ejemplos de carbohidratos que den positiva la prueba de Fehling y tres que
no la den.
8. Indicar qué tipo de grupos funcionales reacciona con la fenilhidrazina.
9. ¿Cuántos moles de fenilhidrazina base se necesitan en la formación de osazonas.?
Explicar.
EDICIÓN 2015 70
10. ¿Por qué las osazonas se forman únicamente en los carbonos 1 y 2 de los
carbohidratos?
11. En la síntesis de pentaacetato de β-D-glucosa:
a) ¿Cuál es el papel del acetato de sodio anhidro?
b) ¿Por qué se vierte la mezcla de reacción en agua helada después del
calentamiento a reflujo?
c) ¿Por qué es importante que el sólido formado se agite hasta que quede
finamente dividido?
12. Escribir las estructuras de Haworth de los pentaacetatos de α y β-D-glucosa.
13. Dibujar las fórmulas de Haworth para los acetatos de maltosa, sacarosa y lactosa.
14. Indicar por medio de reacciones, que conclusión se desprende acerca del tamaño
del anillo de un azúcar cuyo glicósido es metilado y el producto resultante tratado
con ácido clorhídrico diluido, formando 2,3,4,6-tetra-O-metil-D-glucosa; cuando ésta
es sometida a una oxidación con ácido nítrico concentrado, produce un ácido
trimetoxiglutárico y un ácido dimetoxisuccínico.
15. La hidrólisis de sacarosa produce lo que se conoce como azúcar invertido; investigar
qué significa dicho término.
EDICIÓN 2015 71
Observaciones:
Resultados:
Análisis de resultados:
Conclusiones:
EDICIÓN 2015 72
Bibliografía
PRÁCTICA 8
HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA Y ENSAYOS PARA PROTEÍNAS Y
AMINOÁCIDOS.
OBJETIVOS:
1. Efectuar la hidrólisis total de una proteína.
2. Identificar algunos aminoácidos presentes en un hidrolizado e proteína, por
medio de sus propiedades físico-químicas.
3. Identificar por cromatografía en placa fina algunos de los aminoácidos presentes
en un hidrolizado de proteína.
INTRODUCCIÓN:
Las proteínas son polímeros biológicos, componentes principales de células vegetales y
animales; químicamente son poliamidas, cuyos monómeros son -aminoácidos.
Las proteínas se pueden clasificar según el tipo de función que desempeñan:
Los -aminoácidos que forman las proteínas, pertenecen a la serie L y su fórmula
general es la siguiente:
Estos aminoácidos se unen entre sí formando enlaces peptídicos; la unión de dos
aminoácidos origina un dipéptido; de tres un tripéptido, etc., hasta la formación de
polipéptidos; cuando el número de aminoácidos es mayor de 80, se considera proteína.
La estructura de cualquier proteína, presenta varios niveles de complejidad:
1. La estructura primaria es la secuencia específica de los aminoácidos en la cadena
polipeptídica y están está determinada por los (implicados) enlaces peptídicos.
2. La estructura secundaria es la forma en que se acomoda la cadena por
interacciones por puente de hidrógeno, dando una determinada conformación a las
proteínas. Frecuentemente es en forma de hélice o bien hoja plegada-.
3. La estructura terciaria es la forma en que las cadenas enrolladas se doblan por
diversas interacciones por puentes de hidrógeno, puentes de disulfuro, fuerzas
electrostáticas, etc. dando también determinadas conformaciones a las proteínas.
4. La estructura cuaternaria es el resultado de la agrupación de dos o más unidades
plegadas.
H
EDICIÓN 2015 73
Las proteínas se pueden clasificar según el tipo de función que desempeñan:
1) Proteínas fibrosas o estructurales.- Se caracterizan por ser insolubles en agua,
de gran resistencia y en forma de fibras. Constituyen la piel, músculos, cabellos,
etc.
2) Proteínas globulares.- Se caracterizan por ser proteínas pequeñas que se asocian
formando unidades compactas y son solubles en agua.
Desempeñan diferentes funciones en el organismo, como transportadores de
oxígeno (hemoglobina); catalizadores biológicos (enzimas); mediadores químicos
(hormonas); en el sistema inmunológico (anticuerpos, gama globulina), etc.
3) Proteínas conjugadas.- Están asociadas a una parte no proteica, como las
nucleoproteínas, glicoproteínas, lipoproteínas, etc.
La determinación de la estructura de una proteína, es un proceso complejo que
comprende el empleo de métodos instrumentales y químicos.
Las proteínas se pueden hidrolizar con soluciones diluidas de ácidos minerales a
ebullición suave. Dependiendo de las condiciones (de hidrólisis) se pueden realizar
hidrólisis parciales, en las cuales se obtienen fragmentos peptídicos, así como
aminoácidos aislados; o hidrólisis totales, donde se obtienen mezclas de aminoácidos.
El tipo de aminoácidos que contenga una proteína determina la clase de análisis que se
pueden realizar (dependiendo del tipo de aminoácidos que contenga una proteína, se
pueden realizar diferentes análisis) como por ejemplo una técnica cromatográfica, o
reacciones químicas, que pongan de manifiesto la presencia de determinados
aminoácidos. Algunas de estas reacciones son coloridas, como la reacción
xantoprotéica y la reacción con ninhidrina.
La presencia del grupo amino de aminoácidos o grupos amino libres en una proteína,
se pone de manifiesto cuando se efectúa una reacción con ácido nitroso,
desprendiéndose 1 mol de nitrógeno molecular, por cada grupo amino primario.
Los aminoácidos son anfolitos que en solución acuosa existen en forma de ión bipolar o
zwitterion, por lo cual pueden reaccionar con ácidos y con bases.
La presencia de enlaces disulfuro en algunas proteínas, se pone de manifiesto por una
reacción de precipitación en medio básico y la presencia de enlaces peptídicos, se
detecta por la reacción de Biuret.
En esta práctica se realizarán los ensayos anteriormente indicados y las reacciones que
se llevan a cabo se describen en la parte experimental.
EDICIÓN 2015 74
O
N
R
N
H
H ONH2
COOH
HRn
PROTEINA
+ HCl
-AMINOACIDO
MATERIAL REACTIVOS
1 Refrigerante. Acetato de plomo al 10% 3 mL.
1 Matraz Balón de 200 mL Ácido clorhídrico conc. 19 mL.
1 Vaso de precipitados de 600 mL Ácido clorhídrico 0.1N 1 mL.
4 Vasos de precipitados de 150mL Ácido nítrico conc. 10 mL.
1 Embudo de vidrio. Hidróxido de sodio al 20% 22 mL.
10 Tubos de ensayo. Hidróxido de sodio 0.1 N 2 mL.
1 Agitador de vidrio. Fenolftaleína al 10%. 1 mL.
2 Pinzas de 3 dedos. Ninhidrina al 3% 2.5 mL.
1 Pinzas para tubo de ensayo. Nitrito de sodio al 5%
1 Rejilla. Rojo Congo al 0.1% 1 mL.
1 Baño María. Sulfato de cobre al 2% 12 mL.
1 Mechero. Grenetina 1.5 g.
1 Soporte universal. Valina
1 Trozo de Manta de cielo. Glicina
Papel pH. Alanina
Papel filtro Fenilalanina
Carbón Activado
Alcohol terbutílico Clara de huevo
Hidróxido de sodio al 10% 20 mL
PARTE EXPERIMENTAL:
PREPARACIÓN DE SOLUCIONES: I. Hidrólisis de Grenetina (Solución “A”). REACCIÓN DE HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA DENOMINADA GRENETINA: REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
1 g Grenetina.
10 mL Ácido Clorhídrico concentrado.
10 mL Agua Destilada.
0.5 g Carbón Activado.
EDICIÓN 2015 75
PROCEDIMIENTO:
1. Colocar en un matraz Balón de fondo plano de 200 mL, 1 g de grenetina, 10 mL de
ácido clorhídrico concentrado (líquido altamente corrosivo) y 10 mL de agua
destilada.
2. Adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar suavemente por 35 minutos.
3. Después de este tiempo agregar 0.5 g de carbón activado, continuar calentando por
2 minutos y filtrar.
NOTA: Es importante que esto se haga previo al seminario para agilizar el desarrollo de
la parte experimental
II. Solución neutralizada de hidrolizado de grenetina (Solución “B”).
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
5.0 mL. Solución “A”.
La necesaria Hidróxido de Sodio al 20%.
El necesario Papel pH.
Tomar 5 mL de solución. “A” y neutralizarla con hidróxido de sodio al 20% determinar el
punto de neutralización empleando papel pH. (se debe ponerse atención a la
neutralización ya que el pH cambia drásticamente cuando se acerca el punto deseado);
filtrar
NOTA: Utilizar ésta solución de grenetina hidrolizada a pH neutro (solución “B”), para
efectuar la cromatografía, la prueba de ninhidrina y la acción reguladora de
aminoácidos.
III. Solución de Grenetina sin hidrolizar (Solución “C”).
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
0.5 g. Grenetina.
20 mL. Agua destilada.
Colocar en un vaso de 100 mL 0.5 g de grenetina, agregar 20 mL de agua destilada
y agitar.
IV. Solución de Albúmina (Solución “D”).
REACTIVOS: Cantidad: Reactivo:
1 huevo La clara.
100 mL. Agua destilada.
EDICIÓN 2015 76
R OHR OH
NO2
+ HNO3
R-SH(CH3-COO)2Pb
R-S-S-R + NaOH PbS
Un trozo. Manta de cielo.
1. Preparar una solución de albúmina, agitando clara de huevo por 10 segundos.
2. Agregar 100 mL de agua, agitar y filtrar a través de un trozo de manta de cielo.
3. Utilizar el filtrado (solución “D”) para efectuar las siguientes pruebas:
REACCIONES DE IDENTIFICACIÓN:
1) Reacción Xantoprotéica:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
2.0 mL. Solución “A”.
2.0 mL Solución “D”.
10 mL. Ácido Nítrico concentrado (líquido altamente corrosivo).
El necesario. Hidróxido de sodio al 20%.
PROCEDIMIENTO:
a) Colocar en un tubo de ensayo 2 mL de solución de grenetina hidrolizada (solución
“A”) y en otro, 2 mL de solución de albúmina (solución “D”).
b) Agregar a cada tubo 5 mL de ácido nítrico concentrado (líquido altamente corrosivo).
c) Calentar suavemente a baño María y observar la coloración.
d) Enfriar cada tubo de ensayo y agregar a cada uno, gota a gota, una solución de
hidróxido de sodio al 20% hasta pH básico.
e) Observar el cambio de color.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES:
Solución “A”.
Solución “D”.
2) Reacción de Precipitación:
EDICIÓN 2015 77
O
N
R
N
H
H O
+
n
NaOH
PROTEINA
CuSO4 +COMPLEJO
DE COBRE
REACTIVOS:
Cantidad Reactivo:
2.0 mL. Solución “A”.
2.0 mL. Solución “D”.
2.0 mL. Agua destilada.
15 mL. Hidróxido de sodio al 10%.
1.0 mL. Acetato de Plomo al 10%.
PROCEDIMIENTO:
a) Colocar en un tubo de ensayo 2 mL de grenetina hidrolizada (Solución “A”), en otro
2 mL de solución de albúmina (Solución “D”); y en un tercer tubo de ensayo, colocar
2 mL de agua destilada.
b) Agregar a cada uno 5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10% y 1.0 mL de
solución de acetato de plomo al 10%.
c) Calentar a ebullición con agitación, por cinco minutos.
d) Observar los resultados.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES:
Solución “A”.
Solución “D”.
3) Reacción de Biuret:
REACTIVOS:
Cantidad Reactivo:
0.5 mL. Agua destilada.
1.0 mL. Solución “A”.
0.5 mL. Solución “C”.
1.0 mL. Solución “D”.
2.0 mL. Hidróxido de sodio al 10%.
PROCEDIMIENTO:
En seis tubos de ensayo, colocar las siguientes soluciones:
TUBO No:
1. 0.5 mL de agua destilada + 0.5 mL de sol. de hidróxido de sodio al 10% (tubo
testigo).
2. 0.5 mL de solución de grenetina sin hidrolizar (Solución “C”) + 0.5 mL de
hidróxido de sodio al 10%
EDICIÓN 2015 78
O
OHR
NH2
O
O
OH
OH
O
O
N
O
O
+ + R-CHO CO2NaOH
+
3. 0.5 mL de solución de albúmina (solución “D”).
4. 0.5 mL de solución de grenetina hidrolizada sin neutralizar (solución “A”) +
0.5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10%.
5. 0.5 mL de solución de albúmina + 0.5 mL de solución de hidróxido de sodio al
10%.
6. 0.5 mL de grenetina hidrolizada sin neutralizar (solución “A”)
A cada tubo, agregar 2 mL. de solución de sulfato de cobre al 2 %.
Agitar, observar y concluir.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES:
Agua destilada.
Solución “A”.
Solución “C”.
Solución “D”.
4) Reacción con Ninhidrina:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
0.5 mL. Agua destilada.
0.5 mL. Solución “B”.
0.5 mL. Solución “C”.
0.5 mL. Solución “D”.
0.5 mL. Aminoácido patrón al 1%.
2.5 mL. Ninhidrina al 3%.
PROCEDIMIENTO:
En cinco tubos de ensayo, colocar las siguientes soluciones:
TUBO No:
1. 0.5 mL de agua destilada.
2. 0.5 mL de solución de grenetina hidrolizada a pH neutro (solución “B”)
3. 0.5 mL de solución de grenetina sin hidrolizar (solución “C”)
4. 0.5 mL de solución de albúmina (solución “D”)
5. 0.5 mL de solución al 1% de un aminoácido patrón.
EDICIÓN 2015 79
O
OHR
NH2
HNO20-5 ºC
+ N2 + MEZCLA DE PRODUCTOS
Agregar a cada tubo 0.5 mL de solución de ninhidrina al 3% y calentar a baño María
por cinco minutos
Observar y concluir.
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES:
Agua destilada.
Solución “B”.
Solución “C”.
Solución “D”.
Sol.Aminoácido
Patrón.
5) Reacción con Ácido Nitroso:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
3.0 mL. Ácido Clorhídrico concentrado (líquido altamente corrosivo).
2.0 mL. Solución “A”.
2.0 mL. Solución “C”.
2.0 mL. Solución “D”.
2.0 mL. Agua destilada.
4.0 mL. Nitrito de sodio al 5%.
PROCEDIMIENTO:
En cuatro tubos de ensayo, colocar 3 mL de HCl concentrado (líquido altamente
corrosivo) y enseguida agregar:
TUBO No:
1. 2 mL de hidrolizado de grenetina (solución “A”)
2. 2 mL de grenetina sin hidrolizar (solución. “C”)
3. 2 mL de solución de albúmina (solución. “D”)
4. Tubo testigo sin proteína.
Enfriar y agregar a los cuatro tubos de ensayo, 1 mL de solución acuosa de nitrito de
sodio al 5%.
Observar y concluir
EDICIÓN 2015 80
Realice las anotaciones correspondientes:
Sustrato: OBSERVACIONES:
Agua destilada.
Solución “A”.
Solución “C”.
Solución “D”.
5) Acción reguladora de aminoácidos:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
4.0 mL Agua destilada.
4.0 mL Solución “B”.
0.6 mL Solución indicadora – Rojo Congo.
0.6 mL Fenolftaleína al 0.1%.
El necesario. HCl al 0.1N.
El necesario. NaOH al 0.1N.
PROCEDIMIENTO:
a) En tubo de ensayo colocar 2 mL de hidrolizado de grenetina a pH neutro (solución
“B”) y en otro 2 mL de agua destilada.
b) Agregar a cada tubo 0.3 mL (6 gotas) de solución indicadora de rojo congo; y
c) Agregar a cada tubo, gota a gota HCl 0.1N, hasta un cambio de coloración.
d) Observar y concluir.
e) Efectuar el mismo ensayo empleando fenolftaleína al 0.1% como indicador, y
agregando solución de hidróxido de sodio 0.1N de igual forma, hasta cambio de
coloración.
f) Observar y concluir.
Realice las anotaciones correspondientes:
Solución: Indicador: Color inicial. mL. HCl 0.1N Color final.
Agua destilada. Rojo Congo
Solución “B”. Rojo Congo
mL .NaOH 0.1N
Agua destilada. Fenolftaleina 0.1%
Solución “B”. Fenolftaleina 0.1%
OBSERVACIONES:
EDICIÓN 2015 81
6) Cromatografía en placa fina:
REACTIVOS:
Cantidad: Reactivo:
0.1 mL. Solucion “B”.
0.1 mL. Solución Patrón de Aminoácido 1, al 1%.
0.1 mL. Solución Patrón de Aminoácido 2, al 1%.
3.0 mL. Solución Alcohol Terbutílico-Agua 3:1.
La necesaria. Solución de ninhidrina para revelar.
PROCEDIMIENTO:
a) En una cromatoplaca, aplicar una pequeña muestra del hidrolizado de grenetina
neutra (solución “B”).
b) Enseguida hacer aplicaciones de aminoácidos patrón.
c) Dejar secar el cromatograma e introducirlo en una cámara de cromatografía que
contenga una mezcla de alcohol terbutilico-agua 3:1.(Una o dos gotas de NH4OH
facilitan el revelado de la placa).
d) Eluir el cromatograma.
e) Secar en la estufa y revelar con un atomizador que contenga una solución de
ninhidrina.
f) Identificar los aminoácidos presentes en el hidrolizado de grenetina, determinando
valores de Rf.
Realice las anotaciones correspondientes.
Solución “B”. Frente del
Disolvente.
Frente de la
mancha.
Relación de
frentes – Rf.
Mancha No.1
Mancha No.2
Mancha No.3
Mancha No.4
Aminoácido patrón
1. Nombre:
Aminoácido patrón
2.Nombre:
EDICIÓN 2015 82
DIAGRAMAS DE FLUJO
(plantear cada una de las secciones de la parte experimental)
EDICIÓN 2015 83
DIAGRAMAS DE FLUJO
(plantear cada una de las secciones de la parte experimental)
EDICIÓN 2015 84
CUESTIONARIO EXPERIMENTAL
En la hidrólisis de grenetina, indicar:
1. ¿Cómo sabría si la hidrólisis fue parcial o total?
2. Investiga y descibe tres tipos de hidrólisis de proteínas.
3. ¿Qué tipo de aminoácidos ó proteínas dan positiva la reacción xantoprotéica?
4. Escribe el mecanismo que se lleva a cabo en la reacción xantoproteica.
5. ¿Cuál es la razón de agregar hidróxido de sodio en la reacción xantoprotéica?
6. ¿Qué tipo de aminoácidos debe contener una proteína, para dar positiva la
reacción de precipitación con acetato de plomo?
EDICIÓN 2015 85
7. Resumir las conclusiones obtenidas en la reacción con acetato de plomo.
8. Indicar por medio de reacciones, el efecto regulador de aminoácidos.
9. Explicar los resultados obtenidos en la prueba del efecto regulador de los
aminoácidos.
10. ¿En qué consiste la prueba de Van Slyke?
11. Escribe la fórmula de los aminoácidos que identificó por cromatografía.
12. Explicar el fundamento de la cromatografía en capa fina y mencionar cuál es la
fase móvil y cuál la estacionaria en el sistema utilizado en esta práctica.
EDICIÓN 2015 86
13. ¿A qué tipo de proteínas pertenecen las que se emplearon en la práctica?
14. Investigar algunos de los aminoácidos que se encuentran presentes en grenetina y
albúmina.
15. Investigar de qué proteína se obtiene la grenetina.
EDICIÓN 2015 87
Observaciones
Resultados
Análisis de Resultados
Conclusiones
EDICIÓN 2015 88
BIBLIOGRAFÍA.
- McMurry, John. “Química Orgánica”. 6ª Edición, 2005. Editorial Thomson.
- Fessenden, Ralph. Fessenden, Johan S. “Química Orgánica”. 1ª Edición. 1983.
Grupo Editorial Iberoamérica.
- Rendina G. “Técnicas de Bioquímica aplicada”. Edición, 1974. Editorial
Interamericana.
- Litwack G. “Bioquímica Experimental”. Edición, 1967. Barcelona.Editorial Omega,
S.A.
EDICIÓN 2015 89
FICHA DE EVALUACIÓN FINAL DE LABORATORIO
DE QUÍMICA ORGÁNICA I
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
NOMBRE DEL ALUMNO_____________________________________
GRUPO___________________________________________________
TURNO___________________________________________________
SEMESTRE MARZO-JULIO ( ) AGOSTO-DICIEMBRE ( )
AÑO______________________
CALIFICACIÓN FINAL DE LABORATORIO*
_________________________________
LETRA NÚMERO
FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO____________________________
NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR______________________________
* Si la calificación es reprobatoria, anotar si es por inasistencias o por examen.
EDICIÓN 2015 90
CALENDARIO DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA ORGÁNICA I
QUÍMICO FARMECÉUTICO INDUSTRIAL
MARZO – JULIO 2015
NO. NOMBRE DE LA PRÁCTICA FECHA
Introducción 27-31 de Marzo
1 Separación de una mezcla ternaria por destilación 20-24 Abril
2 Recristalización 11 – 15 Mayo
3 Extracción líquido - líquido 18 – 22 de Mayo
Examen 1 – 5 de Mayo
4 Cromatografía 1 -5 de Junio
5 Síntesis a microescala de ácido fumárico 15 – 19 de junio
6 Síntesis de dibenzalacetona 15 – 19 de junio
Examen 22 – 26 de junio
7 Poder reductor, formación de osazonas y síntesis de
pentaacetado de -D-glucosa
22 – 26 de junio
8 Hidrólisis de una proteínas y ensayos para
aminoácidos
29 junio – 3 de
julio
Examen 6 – 10 de julio
Entrega y captura de calificaciones 16 – 20 de julio