Universidad de ColimaFACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO
EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN DE NEMATODOSENTOMOPATOGENOS, SOBRE LA MORTALIDAD DE
Anastrepha ludens
T E S I S
QUE PRESENTA
Ezequiel González Reyes
PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRO EN BIOLOGIA DE LA PRODUCCIÓN
ESPECIALIDAD EN MICROBIOLOGÍA
TECOMÁN, COLIMA, MÉXICO NOVIEMBRE DE 1998.
C. Ezequiel González ReyesAlumno del posgradoP’r e s e n t e.
En virtud de haber analizado y discutido detenidamente el trabajo de tesisde Maestría titulado "Efecto de la concentración de nematodosentornopatógenos, sobre la mortalidad de Anastrepha ludens " que presentó alcuerpo académico del posgrado, integrado por los Dres. Roberto LezamaGutiérrez, Oscar Rebolledo Domínguez y Jaime Molina Ochoa ; se determinó queha cumplido con todos los requisitos académicos y que su documento cumple conlos requisitos de forma y fondo señalados por la Facultad, por lo que se haaprobado la Tesis para su impresión y pueda ser presentada ante un jurado, paraobtener el Título DE Maestro EN Biología de la Producción con especialidad enMicrobiología.
Dicho trabajo de investigación fue realizado bajo la dirección del Dr. RobertoLezama Gutiérrez y la asesoría del Dr. Luis Felipe Bojalil Jaber, Dr. Miguel ArenasVargas, Dr. Antonio Flores Díaz, Dr. Héctor González Cerezo, Dra. Judith Licea deArenas y del Dr. Fausto Sánchez y García -Figueroa.
ATENTAMENTE
ESTUDIA * LUCHA * TRABAJA
Tecomán, Colima, ll
Michel Rosales
Director
Carretera Jiquilpan-Manzanillo, km 260 /Tecoman,Colima; 28100 A.P. 36. Telefax 01 (332 44237; 44642)
Esta tesis fue realizada bajo la dirección del Dr. Roberto Lezama Gutiérrez y la asesoría
del Dr. Luis Felipe Bojalil Jaber, Dr. Miguel Arenas Vargas, Dr. Antonio Flores Díaz, Dr.
Héctor González Cerezo, Dra. Judith Licea de Arenas y del Dr. Fausto Sánchez y García -
Figueroa, la cual ha sido aprobada y aceptada por los mismos, para presentarse como requisito
parcial para obtener el grado de:
MAESTRO EN BIOLOGÍA DE LA PRODUCCIÓN
ESPECIALIDAD EN MICROBIOLOGÍA
Tecomán, Colima, México, 28 de Noviembre de 1998
AGRADECIMIENTOS
Mi agradecimiento al Laboratorio de Producción y Cría Masiva de Moscas de la Fruta
MOSCAFRUT - SAGAR, de Metapa de Domínguez, Chiapas, por su apoyo brindado para el
abastecimiento de larvas de A. ludens, para la realización de este proyecto.
Al Dr. Harry K. Kya del Departamento de Entomología y Nematología de la Universidad de
California Davis, y al Dr. Grover C. Smart, del Departamento de Entomología y Nematología
de la Universidad de Florida en Gainesville, Fla., quienes cortésmente nos donaron cuatro
cepas de Steinernema y una de Heterorhabditis, respectivamente, por conducto del Dr. Jaime
Molina 0.
Al Lic. Fernando Moreno Peña, ex- Rector de la Universidad de Colima, al Ingeniero Lorenzo
Hernández Arreguín, ex- Secretario General; al Dr. Luis Felipe Bojalil Jaber, Director del
Posgrado en Biología de la Producción; al Dr. Carlos E. Izquierdo Espinal y M. en C. Amoldo
Michel Rosales, Delegado Regional y Director de la Facultad de Ciencias Biológicas y
Agropecuarias respectivamente, a ellos gracias por haberme recibido en sus aulas educativas.
Al M. en C. Salvador Galván Infante, ex- Rector de la Universidad Michoacana de San Nicolás
de Hidalgo; al Dr. Orlando Vallejo Figueroa, ex- Secretario Académico de la U.M.S.N.H.; al
M. en C. Miguel Martínez Trujillo, ex- Director de la Facultad de Biología, a todos ellos mi
más profundo agradecimiento por la confianza que depositaron en mi.
Al Dr. Miguel Arenas Vargas, Profesor del Posgrado, mi más sincera gratitud y reconocimiento
por su gran calidad humana, por enseñarme a encontrar sentido a la realidad de las cosas y a
transformarla. Así mismo, quiero manifestar mi gratitud al Dr. Roberto Lezama Gutiérrez,
i
ex - Coordinador y profesor del posgrado, por su apoyo, conocimientos y experiencias que
compartió conmigo para llevar a cabo esta investigación.
A los doctores Luis F. Bojalil Jaber, Antonio Flores Díaz, Héctor González Cerezo, Fausto
Sánchez y García -Figueroa de la Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco; a
la Dra. Judith Licea de Arenas de la Universidad Nacional Autónoma de México, a ellos mil
gracias por asesorar mi proceso de formación.
A los Doctores Enrique H. Cabanillas, Investigador del USDA; Martín Aluja S. del Instituto de
Ecología de Xalapa, Ver.; Dra. Ernestina Gutiérrez Vázquez de la Universidad Michoacana de
San Nicolás de Hidalgo; a los Dres. Jaime Molina Ochoa, Oscar Rebolledo Domínguez y
Roberto Lezama Gutiérrez, del Laboratorio de Control Biológico; a la Ing. Teresa Castillo,
todos de la Universidad de Colima, por sus valiosas sugerencias al manuscrito.
A mis compañeros y amigos del posgrado, que en los espacios de socialización me brindaron
sus conocimientos, experiencias, apoyo y amistad, estimulando en mi el deseo de superación,
sin los cuales no hubiera realizado mis propósitos.
A todos aquellas personas que de alguna manera contribuyeron a que continuara con mis
estudios, para hacer posible la realización de este trabajo, mil gracias.
ii
DEDICATORIA
A mis padres, J. JESÚS GONZÁLEZ OCHOA y MA. ISABEL REYES ALCANTAR,
por creer en mí, por los esfuerzos y sacrificios que me han dedicado, por alentar a prepararme y
vencer los retos.
A mi abuelita, MANUELA ALCANTAR MORALES y mi tío, PEDRO REYES
ALCANTAR q. e. p. d., quienes con sus consejos y experiencia me animaron a seguir
superándome, a los cuales les hubiera gustado compartir estos momentos conmigo.
A mi esposa, LETICIA, por su paciencia y comprensión.
A mis hijos, EZEQUIEL Jr., EDUARDO, EZEQUIELITO y VERÓNICA LIZBETH,
por llenar de alegría mi vida.
A mis hermanos, por interesarse en mi preparación.
A mis primos y familiares, por sus consejos y espíritu de ayuda en los momentos angustiosos.
A todos mis compañeros y amigos, a todas aquellas personas que escapan a mi
memoria, gracias por su ayuda y el compartir esos momentos conmigo.
iii
EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN DE NEMATODOS ENTOMOPATÓGENOS,
SOBRE LA MORTALIDAD DE Attastrepha ludens
RESUMEN
La producción frutícola tiene gran importancia en la economía nacional y es una fuente de
alimento en el mundo. Esta productividad está limitada por las moscas de la fruta. En México
se tiene una superficie cultivada de 1’900,000 ha con frutales que producen 30% del valor total
de los productos agrícolas. La mosca mexicana de la fruta, Anastrepha ludens (Loew) tiene
alrededor de 14 cultivos hospederos, como cítricos, mango, manzana y otros, provocando
daños directos y medidas cuarentenarias que impiden la exportación de estos productos. Varias
estrategias han sido desarrolladas para el control de esta especie, como aplicación de químicos,
liberación de insectos estériles, parasitoides y feromonas sexuales, con resultados alentadores.
Sin embargo, el problema de las moscas de la fruta continúa. En los programas de manejo de
plagas, los organismos patógenos como bacterias, hongos y nematodos han sido poco
estudiados como agentes de control biológico, no obstante el potencial que presentan. En los
nematodos entornopatógenos, el avance es menor aún, pues se conoce sólo un documento que
aborda el problema. Lo anterior hace necesario analizar el efecto de especies y concentración
de nematodos, sobre la mortalidad de A. ludens. Se parte de la hipótesis de que las diferentes
concentraciones de nematodos entornopatógenos causan mortalidad diferente en larvas de A.
ludens.
Se evaluó la mortalidad de larvas de A. ludens expuestas a cinco concentraciones de
Steinernema carpocapsae. S. glaseri, S. feltiae, S. riobravis y Heterorhabditis megidis.
iv
El experimento se llevó a cabo en macetas con 300 mL de suelo estéril y 15% de humedad. A
cada maceta se le agregó 1 mL de suspensión conteniendo de 1,000 a 5,000 nematodos por
maceta y 100 larvas de A ludens. Cada uno de los tratamientos fueron examinados con cuatro
repeticiones. Los entornopatógenos produjeron mortalidad en larvas del tercer estadio de A.
ludens y mostraron diferencias en virulencia según la especie del nematodo. Se encontraron dos
niveles de significación; el primero, formado por las especies S. glaseri y S. riobravis, fueron
las más virulentas, con 54.1 y 47% de mortalidad respectivamente; el segundo estuvo formado
por H. megidis, S. feltiae y S. carpocapsae con mortalidades del 28 al 25.2%. S. glaseri causó
una mortalidad promedio superior al SO%, en donde se detectó una relación positiva entre la
concentración y la mortalidad; variando desde un 38 hasta un 75% a la concentración más baja
y alta respectivamente, con una CL50 igual a 21 nematodos/larva. Existieron diferencias en los
porcentajes de mortalidad dependiendo de la concentración del nematodo que se utilizó, sin
importar la especie utilizada. Esta investigación sugiere que las especies de nematodos
evaluadas representan una alternativa no tóxica ni residual, con potencial como agentes de
control biológico en larvas de A. ludens dentro de un programa de manejo integrado de plagas,
recomendando a la especie S. glaseri para próximas investigaciones.
Palabras clave: Anastrepha ludens, Diptera, Tephritidae, Steinemematidae, Heterorhabditidae,
Patogenicidad, control biológico.
v
Investigación es la actividad de descubrir, mediante un método válido y confiable, la
explicación de hechos o ideas. Una de las metas de la investigación es cooperar en la
preparación de hombres capaces de influir científicamente en los destinos de los pueblos. La
humilde aportación de este trabajo es para la gente del pueblo, clase social a la que yo
pertenezco, que está ávida de desarrollar las capacidades, actitudes y aptitudes para adoptar
una posición de análisis critico dejando atrás la única contemplación del devenir histórico,
teniendo en mente el siguiente pensamiento: "un pueblo aunque nade en oro, mientras no
tenga hombres científicamente preparados, siempre será un pueblo esclavo”.
Transformar la educación es invitar a personas libres a modificar sus percepciones, romper
rutinas y vivir otros valores; es lograr que caminen’ por sí mismos y descubran nuevos
horizontes de calidad humana.
Este documento denominado tesis de maestría es una modesta pero original obra de
investigación que considera aportar evidencias de los procesos de formación obtenidos por el
sustentante.
Con los problemas que ahora existen con la llamada revolución verde, la producción de
alimento y sus respectivas pérdidas directas e indirectas en los cultivos y contaminación del
ambiente, agua, fauna y flora con el uso de insecticidas, existe un creciente interés en explotar
todas las maneras posibles para realizar con éxito el control de los insectos plaga. El propósito
de este trabajo es examinar a los nematodos entornopatógenos, los cuales son buenos
candidatos para el control biológico de los insectos, aplicados de forma individual o dentro de
vi
PREFACIO
un manejo integrado de plagas.
La tesis planteada es que las diferentes concentraciones de nematodos entornopatógenos
causan diferentes niveles de mortalidad en larvas de la mosca mexicana de la fruta.
Por lo anterior se planeó como objetivo conocer la patogenicidad de cinco especies de
nematodos en contra de las larvas de la mosca mexicana de la fruta, Anastrepha ludens (Loew)
y saber si hay diferencias en su virulencia, entre las concentraciones y especies de nematodos.
El presente trabajo se basó en las normas y recomendaciones de la Organización Internacional
para la Normalización (Intemational Standardization for Organization), cuyas siglas son ISO.
La portada se realizó de acuerdo con las normas de Vancouver1. La elaboración del resumen
estuvo basada en el ISO 2142 y para la estructura del documento se utilizaron los ISO 71443,
21454 y a Day5, en lo relativo a la forma de anotar las referencias bibliográficas, se han acatado
las recomendaciones de la ISO 6906 y las Normas de Vancouver’.
1 Uniform Requeriments for manuscripts submitted to biomedical journals. 1997. Intemational
Commite of Medical Joumal Editors. Special report. Vancouver, British Columbian.
1997. Vol. 336, No. 4: 309- 315.
2 ISO 214. Documentation - Abstracs for publications and documentation. 1976. : 420 - 430.
3 ISO 7144. Documentation - Presentation of theses and similar documents. 1986. : 679 - 688.
vii
41S0 2145. Documentation - Numbering of divisions and subdivisions in written documents.
1978. : 493 - 494.
5 Day A R. How to write and publish a scientific paper. Cambridge University Press. 1995.:
2 2 3 p.
6 ISO 690. Documentation - Bibliographic references - Content, form and structure. 1987. :
4 3 7 - 447.
. . .viii
1
2
2.1
2.2
2.2.1
2.2.1.1
2.2.1.2
2.2.1.3
2.2.2
2.2.3
2.2.3.1
2.2.3.2
2.2.3.3
2.2.3.4
2.3
2.3.1
C O N T E N I D O
Agradecimientos
Dedicatoria
Resumen
Prefacio
Lista de cuadros y figuras
INTRODUCCIÓN
REVISIÓN DE LITERATURA
Problemática en la producción agrícola de los trópicos
Zoogeografía y ubicación taxonómica de moscas de Anastrepha
Biología de Anastrepha
Morfología y hábitos de Anastrepha ludens
Ciclo de vida
Frutos hospederos
Mecanismos de detección
Métodos de control
Control químico
Control mecánico - cultural
Control legal
Liberación de insectos estériles
Control biológico
Impacto ambiental
i
. . .1 1 1
iv
vi
. . .x i i i
1
1 0
1 0
1 4
1 4
1 4
1 6
2 1
22
2 5
2 7
3 0
3 2
3 3
3 5
3 9
2.3.2
2.3.3
2.3.4
2.4
2.4.1
2.4.2
2.4.3
2.4.4
2.4.5
2.4.6
2.4.7
2.4.8
2.4.9
2 .5
2.5.1
2.5.2
2.5.3
2.5.4
2.3
3.1
Liberación de parasitoides
Bacterias entornopatógenas
Hongos entornopatógenos
Los nematodos entornopatógenos ( N E P s )
Steinernema carpocapsae
Ciclo de vida de ‘los NEPs
La simbiosis de NEPs con bacterias los convierte en insecticidas
biológicos
Condiciones de suelo
Dispersión
Conducta
Predecibilidad
Comercialización
Patogenicidad y susceptibilidad
Insectos hospederos de Steinernema y Heterorhabditis
Hymenoptera
Coleoptera
Lepidoptera
Diptera
MATERIALES Y MÉTODOS
Lugar de experimentación
40
44
44
47
48
48
49
5 1
52
53
55
55
59
61
61
61
62
63
69
69
3.2 El insecto plaga
3.3 Multiplicación de Galleria mellonella
3.4 Los nematodos entornopatógenos (NEPs)
3.4.1 Procedencia
3.4.2 Multiplicación de nematodos entomopatógenos
3.4.3 Cuantificación de nematodos
3.5 Establecimiento de los experimentos
3.6 Variables
3.7 Diseño experimental
3.8 Análisis estadístico
4 RESULTADOS
4.1 Efecto de concentraciones de los nematodos entornopatógenos S.
69
69
71
71
7 1
7 3
74
75
76
76
78
78
4.1.1
4.1.1.1
carpocapsae, S. glaseri, S. feltiae, H. megidis y S. riobravis sobre la
mortalidad en larvas del tercer estadio de A. ludens
Efecto de las concentraciones de cada una de las diferentes especies de
nematodos sobre la mortalidad en A. ludens
Efecto de las concentraciones de S. curpocapsae sobre la mortalidad en
larvas de A. ludens
80
80
4.1.1.2 Efecto de las concentraciones de S. glseri sobre la mortalidad en larvas 8 0
de A. ludens
xi
4.1.1.3
4.1.1.4
4.1.1.5
4 .2
4 . 3
Efecto de las concentraciones de S. feltiae sobre la mortalidad en larvas
de A. ludensludens
82
Efecto de las concentraciones de H. megidis sobre la mortalidad en larvas 84
de A. ludens
Efecto de las concentraciones de S. riobravis sobre la mortalidad en larvas 8 4
de A. ludens
Virulencia de las especies de nematodos entornopatógenos en larvas del
tercer estadio de A. ludens
Concentraciones letales 10, 50 y 90% (CL10, CL50, CL90 ) del nematodo
entornopatógeno S. glaseri
5 DISCUSIÓN
6 CONCLUSIÓN
8 7
8 7
7 LITERATURA CITADA
9 0
1 1 0
1 1 1
x i i
LISTA DE CUADROS
1 Ubicación taxonómica de A. ludens. 15
2 Frutos hospederos de Anastrepha Iudens 2 3
3 Productos comerciales disponibles con nematodos Steinemematidae o
Heterorhabditidae
4 Composición de la fuente de vitaminas utilizadas en la dieta de larvas de
G. mellonella
5 Ingredientes que se utilizaron en la dieta para el cultivo de G. mellonella
6 Análisis físico químico del suelo utilizado en el experimento
7 Valores de F calculada y P>F de los análisis de varianza de las diferentes
concentraciones de especies de nematodos en larvas de A. Zudens
5 8
7 0
7 1
7 5
7 8
8 Porcentajes de mortalidad de larvas de A. Iudens causados por especies de 87
nematodos entomopatógenos
9 CL50 del nematodo entornopatógeno S. glaseri en larvas de A. Zudens 89
..,xiii
LISTA DE FIGURAS
4
5
6
1 A n a s t r e p h a l u d e n s 1 7
2 Ciclo de vida de la mosca mexicana de la fruta 18
3 Porcentajes de mortalidad en larvas de A. Zudens a diferentes 79
concentraciones de especies y cepas de nematodos (Steinernematidae y
Heterorhabditidae)
Porcentajes de mortalidad a 24 días de exposición en larvas de A. Zudens 81
debido a a cinco concentraciones de JLs de S. carpocapsae
Porcentajes de mortalidad en larvas de A. Zudens ante cinco 8 2
concentraciones de JLs de S. glaseri
Porcentajes de mortalidad en larvas de A. Zudens ante cinco 8 3
concentraciones de JLs de S. feltiae
7 Porcentajes de mortalidad en larvas de A. Zudens ante cinco 85
concentraciones de JLs de H. megidis
8 Porcentajes de mortalidad de A. Zudens ante cinco concentraciones de JLs 86
de S. riobravis
Porcentajes de mortalidad en larvas de A. Zudens con diferentes especies y 88
cepas de nematodos entornopatógenos
xiv
1 INTRODUCCIÓN
Las moscas de la fruta de la familia Tephritidae son consideradas como una de las plagas de
frutales de mayor importancia económica en el mundo (Gringich, 1987; Aluja, 1993a); destacan
dentro de ellas, los géneros: Anastrepha (Schiner), Ragholetis Loew, Dacus, Toxotrypana
Gerstaecker y Ceratitis MacLeay (Aluja y Boller, 1992a; Aluja, 1993a). Las especies del
género Anastrepha son las más devastadoras (Aluja et al., 1987a; Aluja, 1994; Aluja et al.,
1996) al ocasionar daños directos a la fruta (Aluja et al., 1987a;Aluja 1993a; Aluja, 1994;,
Aluja et al., 1996) y son responsables de medidas cuarentenarias, que se han establecido, para
prevenir el movimiento de las frutas infestadas de países tropicales hacia otros países, lo que
impide la exportación de los productos (Beavers y Calkins, 1984; Gringich, 1987; Aluja et al,.
1987; Aluja, 1993a; Bustos et al., 1993; Greany y Rhierd, 1993; Aluja, 1994; Purcell et al.,
1994a; Purcell et al., 1994b; Hennessey et al., 1995; Aluja et al., 1996).
En el mundo existen alrededor de 4,000 especies de moscas de la fruta de la familia Tephritidae
(Aluja, 1993a). Del género Anastrepha se reportan 185 especies (Aluja, 1994; Aluja et al.,
1996), que viven en los trópicos de América (Baranowski et al., 1993). En México, cuatro
especies del género Anastrepha son consideradas de importancia económica, de las 19
reportadas en el país (Aluja y Liedo, 1986). De éstas, las especies Anastrepha Zudens (Loew) y
A. oblicua (Macquart) representan el 96.6% de todos los individuos capturados con las
trampas de McPhail (Aluja et al., 1996). Se les encuentra en 14 especies de plantas hospederas
identificadas para A. Zudens y ll para A. oblicua (Aluja et al., 1987a), y dentro de ellas se
encuentran los cultivos de mango y cítricos (Aluja et al., 1987a; Aluja et al., 1987b; Aluja
1993a; Toledo, 1993a; Moreno et al., 1994; Aluja et al., 1996), principalmente.
1
La producción frutícola tiene un papel preponderante en la economía de muchos países
tropicales, entre ellos México (Aluja et al., 1996). Los Estados Unidos Mexicanos tienen una
superficie de 1’900,000 ha sembradas con frutales, que producen alrededor del 30% del valor.
total de la producción agrícola, destacando por su importancia con base en la superficie
sembrada los cultivos de cítricos, mango, manzana, durazno, guayaba y papaya,-mismos que
son susceptibles de ser afectados por moscas de la fruta (Aluja y Liedo, 1986).
Actualmente existe una gran cantidad de superficie establecida con arboles frutales en
desarrollo y otras están a punto de producción en diferentes regiones geográficas, con una gran
diversidad microclimática, por lo que se debe de considerar a ésta plaga como de importancia
primaria y apoyar de manera sólida los programas de investigación para el control y manejo
que se determinen en cada región (Aluja y Liedo, 1986; Aluja 1993a).
El control de la mosca de la fruta tiene una larga historia en México, con los primeros
esfuerzos registrados desde inicio de este siglo con Herrera (1905) y Crawford (1923) (Aluja y
Liedo, 1986; Aluja et al., 1987a; Aluja et al., 1987b; Aluja, 1994). Actualmente, el control del
complejo moscas de la fruta, bajo condiciones de campo, se realiza mediante la aspersión de
productos químicos y la efectividad se evalúa registrando los niveles de población de adultos,
mediante la instalación de trampas con atrayentes alimenticios (Aluja et al., 1983; Aluja y
Liedo, 1986; Aluja et al., 1989a; Aluja et al., 1993a, Aluja et al., 1993b; Aluja y Prokopy,
1993; Robacker et al., 1993; Robacker y Warfield, 1993; Robacker
(Aluja et al., 1983; Aluja y Liedo, 1989a).
Aluja
et al., 1996) o sexuales
Desafortunadamente, este tipo de control no satisface plenamente los requerimientos que
actualmente exige el sector público, en cuanto a los efectos que su uso ocasiona a la salud
2
humana, vida animal y vegetal, así como del deterioro ambiental (Ehler, 1990a; Pimentel et al.,
1991; Pimentel et al., 1992; Pimentel, 1995; Lacey y Goettel, 1995) y hay una necesidad
urgente de encontrar alternativas para el control de las moscas de la fruta, que no contaminen y
no pongan en riesgo la salud de los integrantes del ecosistema, entre éstas el control biológico
es sobresaliente (Aluja et al., 1990).
El control biológico, se define operacionalmente como la acción de enemigos naturales, los
cuales mantienen una población (plaga) en niveles más bajos, que los que deberían ocurrir en la
ausencia de estos enemigos (Ehler, 1990a; Ehler, 1990b). En los enemigos naturales se
incluyen insectos parasitoides, artrópodos depredadores y patógenos y en algunos casos,
competidores (Ehler, 1990a; Ehler, 1990b; Lacey y Goettel, 1995).
Dentro de los insectos parasitoides, la Familia Braconidae (hymenoptera), subftilia Opiinae,
registra a seis especies: Biosteres arisanus (Sonan), Diachasmimorpha Zongicaudata
(Ashmead), D. vandenboschi (Fullaway), Psyttalia incisi (Silvestri), D. tryoni (Cameron) y P.
flecheri (Silvestri) las cuales son consideradas como reguladores importantes de poblaciones
de moscas de la fruta (Wong et al., 1984; Wharton, 1989). Las primeras cuatro especies son
las más consistentemente reportadas en contra de Bactrocera dorsalis (hendel) (Purcell et al.,
1994b).
De estas especies, la más utilizada en los programas de control de moscas de la fruta es D.
longicaudata; aunque en forma natural Aluja et al., (1990) registran, en el estado de Chiapas,
México, ocho especies de parasitoides representadas en cuatro familias y citan que la especie
D. longicaudata es la más frecuente. El porcentaje de parasitismo, en las diferentes especies de
Anastrepha, es reportada con valores comprendidos entre 0.44 y 29 23% (Aluja et al., et al., 1990).
3
En B. dorsalis se reportan valores de 37.5% (Duan et al., 1997), 6% (Purcell et al., 1994a;
Purcell et al. 1994b), 2.3% (Wong et al., 1984) y 1.3% (Vargas et al., 1993). Se observa que
dependiendo del lugar, la efectividad de D. longicaudata, con base en sus niveles máximos de
parasitismo, no supera el 30% en especies del género Anastrepha y 40% en especies de
Bactrocera Macquart.
Es importante considerar que las moscas de la fruta tienen alta fecundidad y presentan gran
cantidad de progenie y que por su hábito, las larvas tienden a permanecer en la pulpa del fruto
(Aluja et al., 1990; Sharp y Gould, 1994), lo que limita las posibilidades de ser parasitado.
Purcell et al., (1994a) han determinado la emergencia en campo de los adultos de D.
longicaudata en rangos del 71.8 al 74.6%. También, se reporta que el uso de estos parasitoides
atraviesa por ciertos inconvenientes, uno de ellos, es que las moscas de la fruta tienen una
habilidad de dispersión más alta que los parasitoides, así que aún con niveles de parasitismo
altos en la primera generación de moscas, éstos son insuficientes para prevenir el crecimiento
de una población plaga hospedera (Debouzie, 1989).
Es necesario recordar que para que un enemigo natural sea efectivo debe poseer las
características de alta capacidad de búsqueda, ser específico, poseer un potencial biótico de
reproducción mayor a la del hospedero, tener la habilidad de ocupar todos los hábitats del
hospedero y que pueda reproducirse con facilidad bajo condiciones de laboratorio (Aluja,
1993a).
Ramadan et al., (1994) señalan que existe un número considerable de parasitoides enlistados de
la subfamilia Opiinae, que no son apropiadas para el control de hospederos particulares, y
pueden guiar al fracaso los programas de colonización al utilizar parasitoides inapropiados para
4
controlar dichos hospederos, por ejemplo, la introducción de D. tryoni de Hawaii a México
para el control biológico de A. ludens, y a Nueva Caledonia para el control de Dacus
curvipennis (froggatt) por la poca capacidad fisiológica del hospedero para el desarrollo del
parasitoide (Clausen, 1956).
Baranowski et al., (1993) reportan que de los parasitoides que se liberan en campo solo se
establecen el 33.3%, debido en parte por el fenómeno de competencia que se establece con
otros parasitoides, de la misma o de diferente especie hacia el mismo hospedero (Ramadan et
al., 1994) por no ser específicos, pues atacan otros tipos de moscas (Aluja, 1993a); además de
ser muy sensibles a los plaguicidas (Aluja, 1993a; Purcell et al., 1994c).
Por otro lado, la calidad de los parasitoides está directamente relacionada a su funcionamiento
potencial en el campo (Purcell et al., 1994b); para ésto, es necesario producirlos en gran
escala, y el número que teóricamente debería ser liberado, para reducir una población de larvas
en el campo, dificilmente se alcanza (Aluja, 1993a) pues en la producción masiva de este
parasitoide hay una pérdida substancial de ellos, y hace que la crianza de éstos sea un proceso
muy costoso y de difícil manejo en el laboratorio (Aluja, 1993a; Baranowski et al., 1993;
Purcell et al., 1994a).
Otra estrategia para el control de moscas de la fruta, es realizado mediante la utilización de la
técnica del insecto estéril (TIE) con el fin de mantener zonas libres de moscas (Ponce et al.,
1993). La TIE se inició a mediados de los años 5 0 s , para el control de moscas de la fruta
tropical y subtropicales, y ha probado su efectividad en la erradicación y control de estas
plagas, particularmente en el Hemisferio Occidental, Japón y Australia (Hendrichs et al., 1995).
5
La tendencia actual es explorar la posibilidad de liberar moscas estériles y parasitoides en forma
simultanea (Baranowski et al., 1993; Aluja, 1994). Así, los parasitoides tendrían mayor
probabilidades sobre las grandes poblaciones de moscas de la fruta (Knipling, 1992), y darían
oportunidad a las moscas macho estériles para reducir las poblaciones plaga (Hendrichs et al.,
1995). Es necesario que se desarrolle un programa ambientalmente sano, con la integración de
agentes de control biológico con la TIE, para erradicar las moscas de la fruta (Gingrich, 1987).
Este debe presentar características de eficacia, no residuales ni cancerígenos, sin riesgos a la
salud humana o efectos deletéreos (McDonald et al., 1993).
Por otro lado, varias-pruebas indican una ventaja en el apareamiento y esterilidad inducida para
las liberaciones solo de machos, comparadas con las liberaciones de machos y hembras.
Actualmente existe un programa de sexado genético para la mosca del Mediterráneo, para
evitar el daño causado por la picadura de oviposición de hembras estériles, y la motivación para
reducir los costos globales de producción y liberación de moscas estériles (Hendrichs et al.
1995). Refinamientos adicionales de la TIE deben continuar, para perfeccionar los
procedimientos de aplicación, calidad del insecto, cría masiva, liberación, sexado genético, que
permitan producir y liberar sólo machos estériles (Aluja 1993a; Willhoeft et al., 1997).
Sin embargo, la TIE es muy costosa; y debe ser limitada a condiciones especiales tales como
poblaciones de insectos bien establecidas, en niveles bajos, restringidas en su distribución (islas,
cañones, oasis ) y que previamente la población haya sido reducida (Aluja, 1993a) mediante la
aspersión de malatión en el área; sin embargo, su uso causa serios problemas ambientales por lo
que es poco aceptable (Gingrich, 1987; McDonald et al., 1993; Bustos et al., 1993; Aluja
6
1993a; Aluja, 1994) ya que minimiza la efectividad de los programas de erradicación, por la
destrucción de insectos estériles y parasitoides.
No obstante, el establecimiento de varios “tipos de control”, el problema de la mosca de la
fruta en los países tropicales permanece como una plaga muy seria y abundante (Baranowski et
al., 1993), por lo que la búsqueda de otras alternativas capaces de ser incluidas dentro de un
programa de manejo integrado sigue latente, y actualmente la investigación se orienta hacia la
evaluación de agentes de control biológico, entre ellos los nematodos entornopatógenos.
Los nematodos entornopatógenos considerados como agentes de control biológico y que tienen
potencialidad de uso para el control de moscas de la fruta, pertenecen a las familias
Steinemematidae y Heterorhabditidae, que atacan especies de los ordenes Thysanura,
Coleoptera, Lepidoptera, Orthoptera y Diptera (Gaugler y Kaya, 1990; Kaya, 1990a; Georgis,
1992); y no afectan adversamente a los animales, organismos no objetivo o plantas (Poinar,
1979; Woodring y Kaya, 1988; 1990a; Georgis et al., 199 1; Georgis, 1992; Kaya,
1993a; Kaya, 1993b; Kaya y Gaugler, 1993).
La rapidez con que matan a los insectos y el amplio rango de hospederos que tienen ha
despertado un gran interés de uso como agentes de control biológico Poinar, 1979; Woodring
y Kaya, 1988; Georgis y Poinar, 1989; Akhurst, 1990; Gaugler y Kaya, 1990; Kaya, 1990a;
Georgis, 1992; Kaya y Gaugler, 1993; Kaya, 1993a; Kaya, 1993b; Boemare et al., 1996).
Generalmente, los nematodos atacan insectos en los estados biológicos de larva, prepupa, pupa
y adulto (Ehler 1990a; Gaugler y Kaya, 1990; Kaya, 1993a; Kaya, 1993b; Kaya y Gaugler,
1993; Georgis y Manweiler, 1994).
7
El uso de nematodos patógenos de insectos de las familias Steinernematidae y
1 Heterorhabditidae, como un método para el control de moscas de la fruta, tùe sugerido porl1 primera vez por Poinar et al., (1977), dándole seguimiento los trabajos de Poinar y Hislop
(1981), Beavers y Calkins (‘l984), basados en los resultados encontrados en Rhagoletis
pomonella (Walsh) y sobre la susceptibilidad encontrada en adultos de Ceratitis capitata
(Wiedemann), a las especies de Steinernema feltiae Filipjev; S. glaseri Steiner y
Heterorhabditis bacteriophora ( = heliothidis) Poinar.
Por su parte, Lindegren y Vail (1986) evaluaron por primera vez la susceptibilidad de estados
inmaduros en tres especies de moscas de la fruta, Ceratitis capitata (Wiedemann), Dacus
cucurbitae Coquillett y D. dorsalis Hendel con S. feltiae. Posteriormente, se le ha dado
continuación a este campo de investigación al evaluar la respuesta de prepupas de C. capitata
expuestas a tres concentraciones de JIs de S. carpocapsae Weiser (Lindegren, 1990), y cuatro
concentraciones de S. feltiae (= Neoaplectana carpocapsae Weiser) (Lindegren et al., 1990);
los ultimos autores realizaron la investigación en condiciones de campo.
Lezama et al., (1996) registran la susceptibilidad de larvas de A. ludens a las especies de S.
carpocapsae, S. feltiae, S. glaseri, S. riobravis y H. bacteriophora NC, a una concentración de
4,000 juveniles infectivos/larva. Los porcentajes de mortalidad fueron 90% con las especies S.
riobravis y S. carpocapsae All; 80% con H. bacteriophora NC y S. feltiae; 52.5% con una
especie nativa de Tecomán, H. bacteriophora y S. glaseri.
De lo anterior se puede inferir que, a la fecha se han realizado pocos trabajos de control
biológico en donde se evalúan nematodos entornopatógenos en las diferentes especies de
Anastrepha Algunos autores coinciden en que su control debe hacerse bajo un programa de
8
manejo integrado de plagas, que involucre todas las alternativas disponibles; pero además, que
se búsquen otras estrategias que pudieran implementarse, como es el caso del control
microbiano; por lo tanto, en el presente trabajo se pretende dar continuidad a los estudios de
nematodos entornopatógenos’ en larvas de A. ludens mediante la evaluación del efecto de
diferentes concentraciones y especies de nematodos entornapatógenos sobre la mortalidad en
larvas de la mosca mexicana de la fruta.
Por lo anterior, la presente investigación plantea la siguiente hipótesis:
Las diferentes concentraciones de nematodos entornopatógenos de las especies S.
carpocapsae, All-, X glaseri (Steiner); S. feltiae, cepa Florida; H. megidis, Poinar, Jackson y
Klein y S. riobruvis Cabanillas, Poinar y Raulston,, 1994, causan diferentes niveles de
mortalidad en larvas de A. ludens.
Para aceptar o rechazar la hipótesis anterior, se plantean los siguientes objetivos:
1. Determinar el efecto de concentraciones de los nematodos entornopatógenos S.
carpocapsae; S. ghseri; S. feltiae; H. megidis y S. riobravis sobre la mortalidad en larvas de
A. luaéns.
2. Analizar la virulencia entre especies de los nematodos entornopatógenos en larvas del tercer
estadio de A. ludens.
3. Determinar las concentraciones letales 10, 50 y 90% (CLlo, CL50, CL90) de la especie o
especies que resulten más virulentas.
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2 REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 Problemática en la producción agrícola de los trópicos
Las moscas de la fruta de la familia Tephritidae están consideradas como la plaga de mayor
importancia económica en el mundo (Gringich, 1987; Aluja, 1993a) de amplia distribución,
afecta a frutas y hortalizas y tan sólo una de sus especies C. capitata ataca alrededor de 200
variedades de frutas y hortalizas (Gingrich, 1987). Las especies del género Anastrepha están
consideradas como la plaga más devastadora de la agricultura mundial (Aluja et al., 1987a;
Aluja, 1994; Aluja et al., 1996) tanto por el daño que ocasionan directamente a la fruta (las
larvas se alimentan del fruto) (Aluja et al., 1987; Aluja 1993a; Aluja, 1994; Aluja et al.,
1996) como por las medidas cuarentenarias que impiden la exportación de los productos
frutales (Beavers y Calkins, 1984; Gringich, 1987; Aluja et al., 1987a; Aluja, 1993a; Bustos et
al., 1993; Greany y Rhierd, 1993; Aluja, 1994; Purcell et al., 1994a; Purcell et al., 1994b;
Hennessey et al., 1995; Aluja et al., 1996).
A nivel mundial, existen más de 4,000 especies de moscas de la fruta (Aluja, 1993a) y están
presentes en muchas áreas tropicales y subtropicales del mundo (Lindegren y Vail, 1986; Aluja,
1993a). Considerando que en los trópicos de América, solo del género Anastrepha se han
reportado 185 especies (Aluja, 1994; Aluja et al., 1996), se espera que existan nuevos parásitos
con habilidades especializadas y potencialidad para ser considerados como agentes de control
biológicos (Baranowski et al., 1993).
La familia Tephritidae se ha dividido, con fines prácticos, en dos grandes grupos generales, de
acuerdo con sus hábitos alimentarios. El primero está formado por especies que en estado
larvario se desarrollan en el interior de diversos frutos en las regiones tropicales, subtropicales
10
y templadas, en el cual destacan los géneros Anastrepha, Ceratitis, Rhagoletis y Dacus. El
segundo grupo lo forman especies con una amplia variedad de hábitos alimentarios, como las
que forman agallas en los tallos y raíces, y las que se alimentan de las inflorescencias en
numerosas plantas de la familia Compositae.
En la República Mexicana, se han registrado más de 100 especies que pertenecen a los géneros
de Anastrepha, Ceratitis (Bustos et al., 1992), Rhagoletis, Dacus y Toxotrypana (Aluja,
1993a).
En México, se cuenta con una superficie plantada de 1’900,000 ha de frutales, que producen el
30% del valor total de productos en la agricultura, mismas que pueden ser afectadas
severamente por esta plaga (Aluja y Liedo, 1986; Aluja, 1993a). Si se toma en cuenta que
actualmente existe una gran cantidad de superficie establecida con arboles frutales en desarrollo
y que otras están a punto de entrar en producción, se debe considerar a esta plaga, como de
importancia primaria y apoyar de manera sólida los programas de investigación de control y
manejo (Aluja y Liedo, 1986; Aluja, 1993a) para satisfacer la demanda creciente de alimentos
naturales de los países desarrollados y la expansión de la industria frutícola, y el primer impacto
económico consecuencia de la cuarentena impuesta por los mercados internos y externos
(Beavers y Calkins, 1984; Aluja et al., 1987a; Gringich, 1987; Aluja, 1993a; Bustos et al.,
1993; Greany y Rhierd, 1993; Aluja, 1994; Purcell et al., 1994a, Purcell et al., 1994b;
Hennessey et al., 1995; Aluja et al., 1996).
En el estudio de la mosca de la fruta es necesario asumir que se trata de un complejo entero de
especies (Aluja, 1993a) en lugar de singularizar a A. ludens como la única fuente del problema,
así como un acercamiento multi - estratégico, en el cual se integren medidas para su control
11
con otros esfuerzos para el control de daños, otras plagas y todas las demás prácticas
agronómicas utilizadas, basadas en principios ecológicamente sanos y que estén dentro del
alcance cultural y económico de los países productores (Aluja y Liedo, 1986; Aluja, 1993a).
Las moscas del género Anastrepha, se consideran como una de las plagas más importantes de
los frutos producidos comercialmente desde el Sur de Estados Unidos de Norteamérica hasta el
Norte de Argentina. Del género Anastrepha, se conocen siete especies que destacan por el
daño que causan a los frutos: A. fraterculus Wiedemann, A. grandis (Macquart), A. serpentina
(Wiedemann), A. striata, Schiner, la mosca de la fruta del Caribe, A. suspensa (Loew), la
mosca mexicana de la fruta, A. ludens y la mosca de la fruta de la India Occidental, A. oblicua.
Todas estas, excepto A. grandis y A. suspensa se encuentran en México. Las especies. A.
ludens y A. oblicua son las más frecuentes y están distribuidas en la mayor parte del país,
atacan a más de 25 especies frutales, principalmente a mangos y cítricos (Aluja et al., 1987a;
Aluja et al., 1987b; Aluja, 1993a; Toledo, 1993a; Moreno et al., 1994; Aluja et al., 1996).
En la República Mexicana, existen aproximadamente 30 especies de Anastrepha, de las cuales
cuatro están consideradas como serias plagas de gran importancia económica: la mosca del
zapote A. serpentina, A. striata, A. ludens, y la mosca del mango, A. oblicua (Aluja et al.,
1983; Aluja, 1993a; Aluja, 1994; Aluja et al., 1996).
La producción de mango juega un papel importante en la economía de muchos países
tropicales; México, Brasil y Haití producen 73% del mango producido comercialmente en los
neotrópicos. México exporta la cantidad de mangos más grande en el mundo (32%). NO
obstante, las grandes poblaciones de moscas de la fruta desalienta significativamente los
beneficios económicos potenciales (Aluja et al., 1983; Aluja er al., 1996).
12
Las moscas de la fruta son una plaga bien conocida en México, por el impacto devastador que
pueden tener sobre la producción comercial de frutos; regiones frutícolas enteras han sido
forzadas a salir del comercio, debido a infestaciones graves de estos insectos (Aluja y Liedo,
1986). La historia de esta plaga en México es extensa; algunos registros de plantas hospederas
de las moscas de la fruta son citados en la literatura, pero desafortunadamente muohos son muy
viejos y no han sido confirmados desde su primera publicación (Aluja et ail., 1987a).
LOS estudios del género Anasfrepha inician con Herrera, (1905) quien realizó observaciones en
el “gusano de la naranja” y más tarde se establece en 1928, un convenio internacional entre la
Secretaría de Agricultura y Fomento y el DAEUA (Departamento de Agricultura de los
Estados Unidos de Norteamérica). Con esta alianza y el trabajo en cooperación, se establece un
laboratorio dedicado a la investigación de estos insectos ‘entre los que se pueden mencionar los
trabajos de McOhail (1938), Plummer et al., (194 1) y la versión final de estos resultados
publicada por Baker et al., (1944), donde abordan aspectos de la biología y ecología de la
mosca mexicana de la fruta y algunas especies relacionadas (Hernández- Ortiz, 1992; Aluja,
1993a).
A pesar del incremento notable en el número de las especies, no existe un conocimiento claro
de la taxonomía de las mismas, y por lo tanto no es posible precisar su distribución, de donde
surge la necesidad de estudios diversos que reúnan la información acumulada al presente, y los
datos recabados de estas investigaciones, en virtud de que Anastrepha constituye uno de los
grupos de moscas más importantes desde un punto de vista agrícola no sólo en México, sino
prácticamente en todas las regiones tropicales del Continente Americano (Hernández- Ortiz,
1992).
13
2.2 Zoogeografía y ubicación taxonómica Ge macas Anastrepha
Las especies del género Anastrepha están consideradas como la plaga nativa más importante de
los frutales, hortalizas y algunos otros cultivos en la porción tropical y subtropical de América.
De este género se conocen 184 especies, de las cuales el 43% se encuentran en América del
Sur, el 15% en Centroamérica y Panamá; el cuatro % en México y EUA y el uno % en las
pequeñas y grandes Antillas (Aluja, 1994).
Las moscas de la fruta, se incluyen en el orden Diptera de la familia Tephritidae, las cuales
tienen una extraordinaria capacidad de adaptación al medio ambiente, que les permite proliferar
en cualquier clima. Las moscas de la fruta de acuerdo con su tipo de reproducción se pueden
dividir en dos grandes grupos generales: especies univoltinas (una generación al año) que
habitan en las regiones de climas templados, con una fluctuación estacional marcada (ejemplo,
algunas especies de Rhagoletis), y las especies multivoltinas (varias generaciones al año)
comúnes en regiones con climas tropicales y subtropicales (ejemplo, Anastrepha) (Aluja,
1993a).
El género Anastrepha, es uno de los grupos más diversos de la familia Tephritidae. La mosca
mexicana de la fruta A. ludens presenta la ubicación taxonómica incluída en el Cuadro 1.
2.2.1 Biología de Anastrepha
2.2.1.1 Morfología y hábitos de Anastrepha ludens
Los primeros estudios morfológicos y descriptivos de la especie A. ludens se iniciaron en 1933
por Dampf. Con una amplia variedad de árboles hospederos silvestres y cultivados, las especies
de Anastrepha son endémicas en el Nuevo Mundo y están restringidas en ambientes tropicales
14
y subtropicales que se encuentran desde el Sur de Estados Unidos de América hasta el Norte
de Argentina (Aluja, 1994).
La especie A. ludens es una especie neotropical que se localiza desde la parte más baja del Rio.
Grande en Texas hasta Costa Rica (Aluja et al., 1983).
Cuadro I Ubicación taxonómica de A. ludens *
Categoría taxonómica Nombre científico 1Phyllum ArthopodaSubphyllum MandibulataClase InsectaSubclase PterygotaDivisión EndopterygotaOrden DipteraSuborden CyclorraphaSección AcalyptrataSuperfamilia TephritoideaFamilia TephritidaeSubfamilia TrypetinaeTribu ToxotrypaniniGrupo FraterculusGenero AnastrephaEspecie A. ludens (Loew)* Hernández-Ortiz (1992); Norrbom y Hernández-Ortiz (1993).
Los adultos del género Anastrepha llegan a medir de 1.5 a 6 mm de longitud, con color café
amarillento. En el tórax, tienen una franja delgada y clara, que se ensancha hacia la parte
posterior y dos franjas a los lados, que llegan hasta la sutura transversal; frecuentemente con
una mancha difusa en la parte media de la sutura escuto - escutelar, pleura y metanoto café
amarillento y los dos, con una franja café obscura o negra (Aluja, 1993a).
Las diferentes especies muestran patrones de actividad diaria distintos (Aluja et al, 1996). A.
ludens y A. oblicua muestran una clara tendencia a emerger en las horas matutinas (Aluja et al,
1996). A. ludens es crepuscular en sus hábitos (Aluja et al., 1983).
15
Las larvas ocasionan daños, pues al alimentarse de la pulpa del fruto forman túneles donde
posteriormente se desarrollan hongos y bacterias, que descomponen la fruta, provocando que
la pulpa adquiera un color café obscuro con aspecto desagradable y zonas necróticas, fibrosas y
endurecidas (Aluja y Boller, 1992b; Aluja 1993a; Aluja, 1994), y cuando se convierten en
adultos, pueden vivir desde 15 días hasta 8 meses, dependiendo de la ecología del lugar (Aluja,
1993a) o más de nueve meses (Sivinsksi, 1993).
Las alas son membranosas, con bandas pálidas amarillentas; banda costal y banda en “S”, se
tocan en la vena R4 + 5 o poco más separadas; una banda en forma de "V" separada de la
banda en "S" o pueden estar conectadas ligeramente (Aluja, 1993a) (Figura 1).
2.2.1.2 Ciclo de vida
Los estados biológicos de las moscas de la fruta varían de región en región, dependiendo de las
características climáticas que prevalezcan en una determinada zona y de las condiciones
ecológicas, teniendo gran influencia la temperatura, humedad, disponibilidad de alimento,
vegetación, sustrato de oviposición y pupación (Aluja, 1993a). El desarrollo de larvas y pupas
es muy sensible a la temperatura (Yang et al., 1994; Yasuda et al., 1994), e influye además en
la sobrevivencia, longevidad y reproducción; en B. dorsalis, el tiempo de desarrollo de las
etapas inmaduras, así como la longevidad y fecundidad de los adultos, presenta una relación
inversa con la temperatura (Yang et al., 1994).
La mosca de la Fruta (Diptera: Tephritidae) presenta metamorfosis completa u holometábola
que incluye huevo, lar-va, pupa y adulto (Figura 2). La mayor parte de su vida la pasan en
estado inmaduro, cuando dañan a los frutos (Aluja et al., 1987a; Aluja, 1993a; Aluja et al.,
1996). Su ciclo de vida dura aproximadamente de 35- 40 días, dependiendo de las condiciones
16
climáticas. Presentan de 4- 8 generaciones por año, aunque en los trópicos pueden presentarse
hasta 10 generaciones (Aluja, 1993a).
Huevo: la hembra fecundada perfora con su ovipositor la epidermis de los frutos próximos a
madurar, generalmente en el área cercana al pedúnculo y deposita de 5- 15 huevecillos de
Figura 1. Adulto de Anastrepha ludens (Aluja, 1993a)
17
Ciclo de vida de Anastrepha ludens *
Figura 2 Ciclo de vida de la mosca mexicana de la fruta * (Aluja, 1993a)
menos de 2 mm de color blanco cremoso, alargados y ahusados en los extremos y el desarrollo
inmaduro se realiza en el interior del fruto, lo que significa que haya poca probabilidad de
afectar las etapas inmaduras con rocíos foliares (Moreno et al., 1994). Algunas especies se
pueden identificar a nivel de huevecillos tomando en cuenta la forma, tamaño, tipo de corión y
otras características (Aluja, 1993a).
18
La oviposición se efectúa de tres a seis días después del apareo. Una hembra puede ovipositar
hasta 400 huevecillos durante su vida; éstos son ovipositados a pocos milímetros de la
epidermis y tardan de uno a cuatro días en eclosionar (Aluja, 1994).
Larva: las larvas emergen de la ovipostura, alcanzan a medir de 3 a 15 mm de longitud con
forma mucidiforme, o sea, ensanchada en la parte caudal y adelgazándose gradualmente hacia
la parte frontal; de color blanco o blanco amarillento (Aluja, 1993a).
Las larvas permanecen dentro el fruto de ocho a quince días, pero este tiempo es variable, está
determinado por factores ambientales (Aluja, 1994) y se puede extender a más de 60 días. Los
frutos maduran más pronto cuando se encuentran infestados. Las larvas pasan por tres estadios,
que se pueden determinar por el tamaño de las mismas y presentan dinomorfismo sexual; cuando
alcanzan el tercer estadio, salen del fruto produciendo un orificio redondo, rodeado por una
zona de consistencia blanda (Aluja, 1993 a; Aluja, 1994).
La salida de la larva ocurre cuando el fruto ha caído al suelo, donde recorre una corta distancia
y se entierra de 5 a 10 cm de profundidad para pupar (Aluja 1993a; Moreno et al., 1994), y
está determinada por las características del fruto (pH, temperatura interna, grado de pudrición)
y por señales tísicas, cuando la fruta madura cae al suelo o es expuesta a la lluvia. La
profundidad de pupación está influida en gran parte por el tipo, pH, grado de compactación y
la humedad del suelo (Aluja, 1994).
Pupa: el estado de pupa tiene una duración de 13 a 17 días; es una cápsula cilíndrica con ll
segmentos, de 3 a 10 mm de longitud y 1.25- 3.25 mm de diámetro; el color varía en las
distintas especies; los espiráculos anteriores y posteriores se observan igual que en las larvas,
sólo que más oscuros (Aluja, 1993a).
19
A 26°C los machos de A. ludens maduran en 5 días y las hembras en 8 días. Por consiguiente,
la mejor ocasión para afectar su reproducción es en los primeros días de vida adulta (Moreno et
al., 1994). El adulto próximo a emerger, rompe el pupario con el ptilinum, estructura que se
localiza en la parte frontal de la cabeza (Aluja, 1993a; Sivinski, 1993). Cuando ha emergido, no
puede volar inmediatamente, por lo que busca un lugar sombreado y protegido, y-una vez que
se le han secado las alas, vuela hacia el follaje de los árboles, principalmente en la parte media
de éstos, para localizar su alimento, prefiriendo los frutos maduros o con alguna herida (Aluja,
1993a; Aluja, 1994) con pericarpio blando, epidermis delgada, pocos conductos de látex
superficiales, que presenten alguna secreción azucarada en hojas y troncos (Aluja, 1993a;
Sívinski et al., 1994).
Adulto: los adultos son más grandes que las moscas domésticas y se reconocen fácilmente por
las ornamentaciones obscuras en las alas transparentes. Presentan ojos verdes. En el tórax,
tiene dibujos anaranjados, amarillos, cafés o negros (Aluja, 1993a).
Los machos forman agregaciones en apareamiento o leks [“leks”] derivado de la palabra sueca
que quiere decir ‘jugar’ (Trail, 1983) (Aluja et al., 1983; Aluja et al., 1989a; Aluja, 1993a) y
permanecen la mayor parte del tiempo por el envés de las hojas, donde asumen una postura de
galanteo (Aluja et al., 1989a; Aluja et al., 1993a) defendiendo su territorio, emitiendo sonidos
de cortejo, liberando una feromona sexual para atraer a las hembras; abanicando las alas, lo
cual puede dispersar las feromonas (Aluja et al., 1989a; Aluja, 1993a; Sivinski et al., 1994;
Landolt y Philipps, 1997). Las feromonas, o sus componentes volátiles pueden “atrapar” a las
hembras que entran en el territorio del macho, y permiten al macho enviar mejores señales
acústicas, visuales o químicas para el cortejo y apareo potencial (Sivinski et al., 1994).
20
El apareo ocurre entre los seis y doce días después de la emergencia, durante el día. Viven de
30 a 40 días aproximadamente en zonas tropicales, aunque pueden mantenerse vivas de ocho a
doce meses en climas templados (Aluja, 1993a; Sivinski, 1993).
En condiciones de laboratorio la longevidad, frecuencia y sobrevivencia se incrementan en gran
medida (Sivinski, 1993). La edad de la primera reproducción está fuertemente influenciada por
la temperatura, y varía de 8 a 20 días, dependiendo de la especie. El tipo de alimento,
disponibilidad de agua, tamaño de la mosca, y densidad de la mosca influyen en el promedio de
vida. Dos puntos destacan de estas características: (a) el porcentaje total de fecundidad y la
producción diaria de huevos, que pueden ser extremadamente altas (1000 huevos/ hembra) y
(b) los adultos pueden vivir prolongados periodos de tiempo. Por ejemplo, las hembras y
machos de A. ludens pueden vivir tanto como ll y 16 meses, respectivamente (Aluja, 1994).
2.2.1.3 Frutos hospederos
A. ludens es la especie de mayor distribución en todo el país con amplia dispersión en el
altiplano. De alimentación frugívora (Aluja, 1993a) polífaga (Aluja, 1994) se conocen
alrededor de 25 hospederos naturales, los cuales comprenden varias familias, entre los que
destacan sus hospederos nativos, el zapote amarillo (Sargentiu gregii), (Aluja et al., 1983) y en
menor proporción el zapote blanco (Cusimiroa edulis) (Aluja et al., 1987a; Aluja et al., 1990;
Aluja et al., 1993a) mientras que los hospederos introducidos afectados con mayor daño y
frecuencia son varias especies de cítricos (Citrus sp.) y el mango (Mangifera indica L.) Aluja,
et al., 1987a; Aluja et al., 1987b; Aluja, 1993a; Toledo, 1993a; Moreno et al., 1994; Aluja et
al., 1996); en éste último al parecer se encuentra una competencia con A. oblicua en la
21
j utiiiación de dicho recurso (Aluja et al., 1983; Aluja et al., 1990; Aluja et al., 1996) (Cuadro
2).
2.2.2 Mecanismos de detección
Las trampas de McPhail, provistas con atrayentes o “cebo” alimenticios, se han utilizado parac
detectar la presencia y ubicación de la plaga mosca de la fruta, dando una aproximación del
tamaño de la población, su distribución y fluctuación estacional; el cebo alimenticio consiste de
20 II& de proteína hidrolizada, 250-300 mL de agua y 10 g de borax como preservativo (Aluja
et al., 1996).
Uno de los criterios para certificar que un cultivo está libre de la mosca de la fruta, ha sido el
“trampeo negativo"con las trampas de McPhail, provisto? con cebos alimenticios (Aluja et al.,
1983; Aluja y Liedo, 1986; A et al., 1989a; Aluja et al., 1993a; Aluja et al., 1993b;
Robacker et al., 1993; Robacker y Warfield, 1993; Robacker et al., 1996) o sexuales (Aluja et
al., 1983; Aluja et al., 1989a).
No obstante, por las diferentes necesidades de aminoácidos y debido a que los sexos tienen
diferentes necesidades nutricionales, las diferentes especies de moscas han mostrado diferentes
respuestas a las trampas de McPhail. Ejemplo de esto es que la especie A. serpentina,
registrada en forma mayoritaria en el mango y hospederos circunvecinos, es la que menos se
capturó (Aluja et al., 1989a; Aluja et al., 1990).
En lo que respecta a los atrayentes, cuando los organismos plaga son atraídos con compuestos
proteicos como aminoácidos, éstos capturan más hembras que machos (Aluja et al., 1990;
Aluja, 1994), probablemente porque las hembras requieren las proteínas para desarrollo del
ovario y maduración sexual y porque aún cuando se presentan cinco especies de moscas en las
22
. . . .
23
cercanías, sólo se observan tres especies de Anastrepha sobre el hospedero con las trampas, y
aunque A. ludens es la especie menos observada es la especie predominante que se ha
capturado con la trampa de McPhail (Aluja et al., 1989a; Aluja et al., 1996).
.En ensayos para seleccionar atrayentes más eficientes para la mosca dela fruta, los resultados
demuestran que tres componentes combinados: bicarbonato de amonio, metilamina HCL y
putrescina (AMPu) a 10:10:1 tienen potencial como atrayentes para la mosca de la fruta,
aunque esta combinación no es notablemente más atractiva que la levadura (Robacker y
Warfield, 1993).
Robacker et al., (1996) reportan cómo afecta la carencia de azúcar y proteina a la mosca
mexicana de la fruta, en cuanto a la atracción de acido acético y AMPu, y encuentran que el
acetato de amonio es más atractivo para A. ludens que otras sales de amonio, y que las
combinaciones de ácido acético con AMPu son más atractivas para las moscas privadas de
azúcar y levadura que el AMPU solo. Estos resultados indican que es posible desarrollar
atrayentes más poderosos, para al menos, algunas especies de Tephritidae al combinar
diferentes tipos de atrayentes.
Sin embargo, no existen evidencias que sugieran que al combinar varios tipos de atrayentes
para la mosca mexicana de la fruta, incluyendo AMPu (mezcla de bicarbonato o carbonato de
amonio, Metilamina HCL y Putrescina) con acido acético, se mejore la captura de las moscas
(Robacker et al., 1996). Se hace necesario la búsqueda de mejores trampas, de bajo costo, fácil
manejo y alta eficiencia que proporcionen estímulos diferenciales a las especies de Anastrepha,
así como el evaluar la naturaleza de las respuestas diferenciales (Aluja et al., 1989a; Aluja,
1994) .
24
Es conveniente encontrar mejores atrayentes (Robacker et al., 1993; Robacker y Warfield,
1993; Robacker et al., 1996) y trampas (Aluja et al., 1989a; Greany y Rhierd, 1993; Aluja,
1994) en y alrededor de los cultivos, con pistas de alimento, feromonas (Robacker y García,
1993; Landolt y Philipps, 1997), visuales (Aluja, 1994) y reguladores de crecimiento de
insectos (Greany y Rhierd, 1993; Moreno et al., 1994). Se han realizado métodos bioracionales
para reducir poblaciones de mosca de la fruta, con la liberación aumentativa de parásitos y/o
liberación de moscas estériles (Toledo, 1993a; Greany y Rhierd, 1993).
2.2.3 Métodos de control
Para disminuir o poder controlar las moscas de la fruta se realizan prácticas de diversos tipos,
desde las físicas culturales, como el uso de plaguicidas, atrayentes bacterianos, o la atracción a,
mezclas de químicos volátiles, los cuales toman como referencia la degradación biológica de
aminoácidos y grasas, que son importantes en la nutrición de las moscas.
Los tratamientos no químicos no dejan residuos y no son cancerígenos. Entre estos, se pueden
mencionar la aplicación de trampas cebadas con atrayentes alimenticios (Aluja y Prokopy,
1992; Aluja y Prokopy, 1993; Greany y Rhierd, 1993; Robacker y Warfield, 1993; Robacker et
al., 1993) o foliares (Robacker y García, 1993; Robacker et al., 1996), calentamiento de los
frutos seguido de enfriamiento con agua o aire para matar las larvas dentro de los frutos, la
liberación de moscas estériles, insectos depredadores y parasitoides, entre otros.
Estos tratamientos no químicos pueden ser aprobados y adoptados por la industria (McDonald
et al., 1993). No obstante aún con el uso de estos tratamientos aprobados, los daños y pérdidas
siguen presentándose en condiciones comerciales (McDonald et al., 1993; Aluja, 1994; Sharp y
Gould, 1994).
25
Las trampas de McPhail tienen un gran historial en la detección y programas de control de la
mosca de la fruta. Se utilizan especialmente con los géneros de importancia económica, como
Anastrepha y Dacus, para los cuales no se han identificado aún atrayentes comerciales (Aluja
et al., 1989a; Aluja y Prokopy, 1992).
Las trampas, en su versión de plástico o de cristal, son cebadas con una mezcla de proteína
(ocasionalmente se usa también melaza o jugos de fruta fermentados) y agua (Aluja et al.
1989a; Duarte et al., 1991; Aluja, 1993a; Aluja, 1994). Esta trampa, aún cuando se usa muy
ampliamente, tiene varias desventajas: es cara, se rompe fácilmente, es de dificil manejo en su
servicio (Aluja et al., 1993a); trabaja mejor en climas secos y es muy ineficiente (Aluja, 1994).
Sin embargo, las respuestas hacia estas trampas son muy variables, al menos en las especies de
Anastrepha, pues son menos atractivas a A. serpentina y A. oblicua que para A. ludens, y atrae
solo machos de A. ludens, pues los sexos con sus respectivas edades tienen diferentes
necesidades nutricionales y dependiendo del tipo de atrayente utilizado (proteico o azucarado),
hembras y machos responden de manera diferente (Aluja et al., 1989a) y son poco efectivas
(Alujq 1993a; Aluja, 1994).
Así pues, la eficiencia de estas trampas está en vías de ser mejorada (Aluja et al., 1989a;
Greany y Rhierd, 1993), así como un mayor conocimiento de las diferencias en la conducta
sexual interespecífica en condiciones naturales (Aluja et al., 1989; Aluja, 1993b). La
descripción de los patrones conductuales de las moscas cuando se alimentan y la manera
precisa de como descubren su alimento, puede ser útil para las pruebas de control de calidad en
insectos criados en masa, para comparar las conductas de las moscas silvestres con las criadas
en laboratorio (Aluja et al., 1989b).
26
Por otro lado, se han desarrollado modificadores del comportamiento de los insectos,
feromonas o atrayentes sexuales (Landolt y Philipps, 1997), visuales (Robacker y García,
1993), químicos volátiles (Robacker et al., 1993); disuasivas en la oviposición (Aluja y Boller,
1992a, Aluja y Boller, 1992b; Chien-Chung et al., 1996), el uso de radiaciones (Robacker y
García, 1993) y la utilización de la ciromazina para reducir la fecundidad y fertilidad (Diaz et
al., 1993; Toledo, 1993b; Moreno et al., 1994). Además, se han realizado bioensayos de
germoplasma para antibiosis de huevos y larvas de la mosca de la fruta, dada la necesidad que
existe de mercancías resistentes a infestaciones de estos insectos (Hennessey et al., 1995).
Sin embargo, las moscas con una dieta completa son menos sensibles a la cyromazina, sin
contar de que las moscas más viejas y vigorosas son capaces de depositar huevos, venciendo el
efecto de la fecundidad reducida causada por la cyromazina, o ésta simula la hormona juvenil
(HJ) y una vez que la larva alcanza la etapa pupal no hay un efecto notable (Moreno et al.,
1994).
2.2.3.1 Control químico
Los plaguicidas y sus debilidades. La revolución química, caracterizada por un incremento
sorprendente en el uso de insumos químicos, ha formulado preguntas serias acerca de sus
efectos en el ambiente, el balance ecológico y la sustentabilidad (Njos, 1994).
Los costos ambientales de la Revolución verde han sido altos; la agricultura intensiva tiene
como consecuencia la pérdida continua de ecosistemas naturales, uso incrementado de
plaguicidas, la contaminación del agua y otros tipos de contaminación ambienta1 (Lacey y
Goettel, 1995).
27
La aplicación de insecticidas se hace de manera poco responsable ambientalmente hablando
(Lacey y Goettel, 1995), incrementándose en más de mil veces sus costosas utilizaciones (4.1 x
109 dólares anuales en EUA); no obstante, la destrucción de alimento y fibras por las plagas
continúa en un 37% y las pérdidas por insectos casi se han duplicado (Pimentel et al., 199 1;
Pimentel et al., 1992; Pimentel, 1995).
Los beneficios de los plaguicidas están basados sólo en la restitución directa en la cosecha.
Estas evaluaciones no incluyen los costos indirectos ambientales y económicos, asociados con
los plaguicidas y su impacto en la salud humana (Pimentel, 1995); envenenamientos de
animales domésticos; gastos de control incrementados como consecuencia de la destrucción de
enemigos naturales asociada con los plaguicidas y del desarrollo de resistencia a los plaguicidas
(Georgis y Poinar, 1989); problemas en la polinización de las cosechas; pérdidas de abejas y
miel; pérdidas de la cosecha y productos. de la cosecha; contaminación del nivel del agua y agua
superficial; pérdidas de peces, vida silvestre y microorganismos; gastos gubernamentales para
reducir los costos ambientales y sociales del uso de plaguicidas (Pimentel et al., 199 1; Pimentel
et al., 1992) y creación de problemas secundarios (Pimentel et al., 1991).
Las enormes cantidades de plaguicidas que se aplican a las cosechas (2.5 millones de
toneladas), menos del 0.1% llegan a las plagas objetivo. Esto significa que más del 99.9% se
mueven en el ambiente y afectan biota benéfica, enemigos naturales, y contaminan el suelo,
agua, y la atmósfera de nuestro ecosistema (Pimentel, 1995).
Sin embargo, el mejoramiento de las tecnologías de aplicación no pueden mejorar la economía
del control de plagas; hacer una agricultura ambientalmente sana; alta eficiencia del uso de
plaguicidas ni proteger la salud pública, como asevera Pimentel (1995). El tipo de control,
28
basado en el uso de biocidas tiene como consecuencia que los patógenos y plagas desarrollen
resistencia a los plaguicidas sintéticos o aparición de plagas secundarias (Georgis y Poinar,
1989; Pimentel et al., 199 1; Pimentel et al., 1992; Aluja, 1993a; Lcey y Goettel, 1995) con
efectos directos en la fauna silvestre y acumulativos en las grasas y tejidos en los animales de
sangre caliente (Lacey y Goettel, 1995).
Las metas conflictivas de hacer un uso reducido de plaguicidas y mantener una producción
adecuada en la agricultura (Pimentel et al., 1991; Lacey y Goettel, 1995) traen consigo un
fuerte ímpetu para el desarrollo de alternativas efectivas en costo a los plaguicidas químicos
convencionales, con un manejo de plagas que contemple la sustentabilidad y conservación de la
diversidad ecológica, cambiar la dependencia en el uso de plaguicidas sintéticos e incluir el
incremento de enemigos naturales nativos, como es el uso de enemigos naturales (parásitos,
depredadores y patógenos) (lacey y Goettel, 1995).
No obstante los perjuicios, el uso de insumos químicos todavía prevalece; la toronja, naranja y
sus áreas de producción, pueden ser certificadas por el DASCF (Departamento de Agricultura
y Servicios al Consumidor en Florida ) que están libres de la mosca del Caribe, al combinar los
tratamientos post- cosecha aprobados y los plaguicidas, entre ellos del uso de aspersiones de
malatión, como medida profiláctica (Greany y Rhierd, 1993).
Actualmente, el método más utilizado para el control de la mosca es una mezcla de rocío aéreo
malatión - cebado (Greany y Rhierd, 1993; Moreno et al., 1994). Sin embargo, el malatión
rompe el control biológico por su toxicidad residual sobre insectos benéficos no plaga (Moreno
et al., 1994).
29
2.2.3.2 Control mecánico cultural
El punto neurálgico de cualquier programa de control, lo debe constituir una sólida
organización de productores a nivel local, pues ellos serán los ejecutores de las medidas de
control. Siempre hay que considerar los factores socio- económicos, geográficos y políticos de
cada región. La plaga en cuestión muestra un dinamismo constante, sin respetar las barreras
políticas o geográficas. Debido a los factores anteriores y a la enorme diversidad de biomas y
ecosistemas que permiten la explotación de una gran variedad de especies frutales, el control de
moscas de la fruta debe seguir siempre esquemas flexibles (Aluja, 1993a).
El llevar a cabo un programa de manejo integrado, control o erradicación de las moscas de la
fruta de manera eficiente, es necesario tomar en cuenta los siguientes aspectos:
1. Identificación correcta del insecto plaga
2. La descripción de la población real del insecto (sistema de monitoreo biológico que nos
permita cuantificar las poblaciones de cada especie en cualquier momento).
3. El estudio del comportamiento de la población, distribución, abundancia, fluctuaciones
estacionales de la plaga, nos proporciona información clave para poder regular la población del
mismo, determinar los factores que provocan el incremento o decremento de las poblaciones.
4. Sistema de monitoreo climatológico: temperatura, humedad. Es necesario tener un registro
detallado-de estos factores a través del año, para poder interpretar de manera correcta, las
fluctuaciones en los números de insectos.
5. Interpretación de los fenómenos biológicos observados y elaboración de los modelos de
plagas, que nos permitan controlar los problemas creados por los insectos de manera efectiva,
30
lo que permite conocer la ausencia o presencia de la plaga, delimitar las zonas infestadas y
poder sugerir las medidas preventivas, prácticas y aplicaciones a seguir (Aluja, 1993a).
El control mecánico cultural, es un modelo sencillo, económico y fácil de seguir, está al alcance
de cualquier productor y si lo realiza bajo una estrategia bien establecida, puede reducir hasta
en un 60 y 80% las poblaciones de la plaga. Si se aplica en toda la región las medidas
recomendadas, su eficiencia se incrementa, más cuando se aplica en su momento oportuno en
las variedades, de frutales que son más susceptibles al ataque de las moscas de la fruta (Aluja,
1993a).
Se deben considerar y conjuntar factores para un desarrollo óptimo, como son:
1. El factor control de plagas y enfermedades. 2. Factor de comercialización y 3. Factor
ecológico.
Un aspecto primordial es la recolección y enterrado de toda la fi-uta caída y de la fruta que está
en el árbol que no se comercializa; la destrucción de la misma, es una práctica muy eficiente
cuando se realiza en forma organizada. La fruta infestada debe incinerarse o enterrarse. Al
enterrarse la fruta, debe hacerse un hoyo grande, rociar la fruta con petróleo y cubrirla con una
capa de suelo de 50 cm.
El eliminar la maleza es muy importante, sobre todo en la época de fructificación y cosecha. El
no hacerlo impedirá ver donde cae la fruta (queda escondida) y provee a las moscas de sombra
y un refugio para protegerse de los enemigos naturales e inclemencias del tiempo.
El rastreo del suelo permite sacar a la superficie las pupas enterradas para que mueran por
desecación o por enemigos naturales.
31
El podar los árboles es muy importante pues favorece el desarrollo del árbol y sus frutos, la
aireación entre los árboles, rompiendo con ello el microclima favorable para el desarrollo de la
plaga, ya que el excesivo follaje es favorable para las moscas que buscan refugio (Aluja,
1993a).
El sembrar cultivos trampa ex profeso en regiones tropicales con muchos hospederos no
frutales o en zonas con poca atención técnica y desorganización, no es recomendable. La
sección del huerto que recibe los vientos dominantes es la más propensa a ser infestada, y debe
recibir especial atención con un monitoreo de los hospederos ya existentes que están cercanas
al huerto comercial (Aluja, 1993a).
2.2.3.3 Control legal
El género Anastrepha está considerado como la mayor amenaza para la industria de la
fruticultura, en casi todos los países del mundo, por lo que se han establecido una serie de
medidas cuarentenarias para limitar el movimiento de frutas de áreas infestadas a otras áreas
consideradas libres de esta plaga (Beavers y Calkins, 1984; Aluja et al., 1987a; Gringich, 1987;
Aluja, 1993a; Bustos et al., 1993; greany y rhierd, 1993; Aluja, 1994; Purcell et al., 1994a;
Purcell et al., 1994b; Hennessey et al., 1995; Aluja et al., 1996).
Este control se ejecuta a través de cuarentenas, permisos limitados (guías fitosanitarias),
certificados de origen, certificación de huertos, autorización y cumplimiento estricto de
procedimientos para la desinfestación de frutas, establecimiento de zonas libres de moscas, y
muchas otras medidas. El control legal está reglamentado por acuerdos internacionales,
nacionales, regionales y locales. Su importancia se incrementa en las etapas de posterradicación
y declaración de zona libre de mosca (Aluja, 1993a; Aluja, 1994).
32
En los últimos diez años se lograron grandes avances en, al menos, dos áreas: procedimientos
de desinfestación de frutos y el establecimiento de zonas libres de moscas (Aluja, 1994).
Recientemente, se han desarrollado varios métodos alternativos de desinfestación para el
control de las moscas de la fruta, como son tratamientos con agua o aire caliente para el
mango, guayaba (Sharp et al., 1988; Sharp y Gould, 1994); por medio de disección (Gould,
1995); el recubrimiento de frutos (Hallman et al., 1995) solo o combinado (Hallman y Foos,
1996); papaya (Armstrong et al., 1995a); extracto de semillas de árbol (Chien-Chung et al.,
1996); disuasivas en la oviposición (Aluj y Boller, 1992a; Aluja y Boller, 1992b) y almacenajea
en fkío (Aluja, 1994; Hallman, 1995).
Se contempla además un tratamiento hidrotérmico postcosecha del fruto seguido de un
hidroenfiiamiento o por radiaciones gamma a los productos con 60Co (Bustos et al., 1993).
2.2.3.4 Liberación de insectos estériles
Esta técnica permite obtener insectos machos y hembras estériles bajo condiciones de
laboratorio al exponerlos a rayos X o radiaciones gamma. Los insectos así obtenidos no deben
quedar dañados y ser competitivamente iguales a los silvestres en las rutinas y habilidades de
apareamiento.
La técnica del insecto estéril (TIE) tiene un alto potencial de control y es un procedimiento
relativamente benigno para el medio ambiente, demostrando su utilidad para la supresión o
erradicación de la mosca de la fruta. Su eficacia al reducir la población silvestre, es
directamente proporcional a la competitividad del macho para atraer y aparearse con las
hembras silvestres, siendo la competividad del macho estéril el factor más importante para el
éxito de un programa TIE (Ponce et al., 1993).
33
Cuando los machos irradiados se aparean con hembras no irradiadas, la fertilidad se reduce en
la medida que la radiación se incrementa; al aplicar radiaciones con rayos gamma de 8 krad de
una fuente de 60Co se obtiene un 100% de esterilidad en A. oblicua (Toledo, 1993b) y cuando
se aplicaron dosis de 30 Gy (1 Gy = 1OO rads) en A. suspensa, no se reducen los componentes
volátiles feromonales (Ponce et al., 1993).
Si embargo, el uso de la TIE presenta varias limitantes. Un problema para su producción en
masa, es que es un proceso avanzado y costoso, y produce un gran número de hembras no
deseadas las cuales no contribuyen significativamente al control estéril, pero consumen la mitad
de los recursos del programa (Aluja, 1993a; Baranowski el al., 1993). La aplicación está
limitada a condiciones especiales: poblaciones de insectos bien establecidas, restringidas en su
distribución (islas, cañones, oasis) (Aluja, 1993a) y requiere previamente la reducción de la
población de la mosca silvestre, la cual se lleva a cabo con el rocío aéreo de malatión trampa
(cebo), el cual causa serios problemas ambientales por lo que es poco aceptable (Gingrich,
1987; McDonald et al., 1993; Aluja, 1993a; Aluja, 1994).
El utilizar la TIE como una estrategia de manejo alternativa contra A. ludens y A. oblicua,
significa que ambas moscas estériles tendrán que producirse. Esto acarrea importantes desafios
técnicos y consideraciones en costo porque hasta ahora, sólo A. ludens ha sido colonizada y
criada en masa. Además, si también se van a utilizar los parasitoides, va a ser necesario evaluar
los efectos de liberaciones múltiples de especies porque es inverosímil que una especie de
parasitoide se desempeñe efectivamente en condiciones ecológicas tan variables (Aluja et al.,
1996).
34
La conducta de apareamiento en las moscas de la fruta es compleja, involucrando la formación
de agregaciones de machos para el apareamiento, por lo que es necesaria una evaluación de
machos irradiados en pruebas de competencia con machos del ambiente natural (Ponce et al.,
1993) .
La TIE aún está siendo perfeccionada y a futuro se contaran con grandes avances que faciliten
la aplicación, como los de calidad del insecto, cría masiva, liberación, sexado genético, que
permitirá producir y liberar sólo machos estériles (Aluja, 1993a; Aluja, 1994).
2.3 Control Biológico
El control biológico utiliza agentes como virus, bacterias (Gingrich, 1987), hongos, nematodos
entornopatógenos (Lindegren yVai1, 1986; Kaya y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler, 1994)
y hormigas (Wong et al., 1986). La mayoría de estos agentes poseen atributos de gran
selectividad y seguridad y deben incorporarse en los programas de Manejo Integrado de Plagas
(MIO) donde sus efectos adversos son mínimos, comparados a los plaguicidas químicos (Lacey
y Goettel, 1995). La estrategia de MIP de artrópodos y otras medidas alternativas juegan
papeles significativos en la protección de las cosechas, es un aspecto de la agricultura
sustentable que intenta minimizar el impacto ambiental negativo (McDonald et al., 1993), y
otros efectos deletéreos debido al uso de insecticidas (resistencia al plaguicida) (Georgis y
Poinar, 1989), surgimiento de plagas secundarias debido a la eliminación de enemigos
naturales,- etc. (Lacey y Goettel, 1995). Bajo condiciones naturales, los entornopatógenos
frecuentemente son responsables de reducciones significativas en las poblaciones plaga, y en
ciertas circunstancias obvian la necesidad de intervenciones adicionales (Lacey y Goettel,
1995).
35
Varios rasgos recientes han demostrado que los nematodos pueden combinarse exitosamente
con otros agentes biológicos. Estudios futuros incluirían la integración con otras medidas de
control (ejem. biológicos, químicos, de cultivos) para ayudar a tratar exitosamente todos los
miembros de los complejos plaga que afectan muchas cosechas (Georgis, 1990a). El control
moderno de los insectos está cambiando bastante, desde mejorar íos insecticidas orgánico-
sintéticos en favor de un acceso más integrado de manejo de plagas. El control biológico es una
táctica mayor en manejo integrado de plagas (MIP), y con la tendencia común hacia una
agricultura sustentable (Aluja et al., 1990). Uno de los mas grandes objetivos de la agricultura
sustentable es reducir los insumos en la producción de cosechas. Una manera para la
consecución de este objetivo es a través de un manego integrado de los daños en las plantas,
más que con la sola liberación de plaguicidas (Konway, 1996).
En la medida en que los productores adopten los principios de la agricultura sustentable y
reduzcan o eliminen la aplicación de plaguicidas, se hará más importante el uso de los agentes
de control biológico, propiciando su desarrollo y producción en gran escala. Las restricciones
de uso de plaguicidas en algunos países, hará necesaria la implementación de programas de
control biológico. El cómo van a manejar los productores a estos enemigos naturales, va a
depender de varios factores (Konway, 1996).
En el control biológico clásico, los organismos son liberados y permanecen el ambiente para
mantener-una población de hospederos en densidades bajas, durante periodos ecológicos
largos. Así, la teoría ecológica es aplicable para ayudar a seleccionar los enemigos naturales y
planear su liberación, con objeto de proporcionar un nivel de control aceptable año con año
(Konway, 1996; Murdoch, 1996).
36
En este escenario, los productores solo utilizarían sus habilidades para mantener las
poblaciones de organismos benéficos en el campo, con un sistema de rotación y enmiendas al
suelo. Desafortunadamente, la industria no está interesada en desarrollar productos biológicos
que se mantengan como población en el ambiente (Konway, 1996). Cook et al., (1995) señalan
que para que ésto se logre es necesario el desarrollo y despliegue de miles, si no de decenas de
miles, de micoorganismos específicos al daño y/o ambiente de la planta, que inhiban o supriman
las enfermedades o plagas.
La sustentabilidad requiere una diversidad necesaria para mantener todos los sistemas
ecológicos saludables y funcionando (Lubchenco et al., 1991), la diversidad requerida para un
nivel de vida aceptable -particularmente en las naciones desarrolladas (Raven, 1990) -y la
diversidad adecuada para satisfacer las necesidades del suelo (Samson, 1992).
Del control biológico se puede esperar que juege un papel aún más substancial en el MIP. Los
nematodos entornopatógenos son una adición bienvenida a la serie de enemigos naturales y
realzarían, además, nuestra habilidad para integrar realmente las diferentes medidas de control
para el manejo de aquellas plagas objetivo, donde las tácticas individuales (tales como el
control químico, resistencia de la planta hospedera) por sí solas son inadecuadas. Sin embargo,
el MIP tiene en alguna forma un poco demeritado al control biológico y puede haber afectado
adversamente el desarrollo intelectual de esta disciplina crítica.
Los diversos estudios de los nematodos entornopatógenos concuerdan en cuanto al impacto
social de los nematodos y beneficios de la Nematología; las oportunidades que tiene la
Nematología en la siguiente década; las prioridades en la Nematología; la utilización de
recursos nuevos y emergentes y acercamientos multidisciplinarios con un control de plagas que
37
sea a través de agentes de control biológico o por manejo integrado de plagas, con la
conservación de la biodiversidad de los recursos naturales y el ambiente en una escala global,
para engrandecer la calidad de vida de una población mundial que se incrementa (Barker et al.,
1994) .
Entre las razones para el interés incrementado en todos los aspectos del control biológico ha
sido la amplia conciencia del público del daño ambiental, resultado de los plaguicidas químicos.
Los productos, químicos persistentes, propuestos para destruir las plagas, ingresaron a la
cadena alimentaria y dejaron su impacto de gran persistencia sobre organismos no objetivos,
incluyendo humanos (Gaugler y Kaya, 1990; Georgis et al., 1991) y el desarrollo de resistencia
en los insectos a plaguicidas químicos (Georgis y Poinar, 1989; Poinar, 1990; Lacey y Goettel,
1995).
El desarrollo de resistencia en los insectos a plaguicidas químicos, ha estimulado el interés para
el desarrollo de recursos biológicos para controlar plagas de insectos (Georgis y Poinar, 1989).
Los entornopatógenos, especialmente agentes bacterianos y virales, han recibido una atención
considerable como insecticidas biológicos desde 1940, y es a partir de 1980 que el control
biológico ha empleado nematodos entornopatógenos el cual se ha desarrollado rápidamente en
una disciplina de patología de insectos, equivalente en amplitud de variación a los virus,
bacterias, protozoos y hongos (Poinar, 1990).
El potencial excepcional de los nematodos ahora se ha reconocido, particularmente con el
reciente adelanto repentino en la producción en masa de la. tecnología, la cual ha permitido
aplicaciones en gran escala en contra de plagas de insectos (Georgis y Poinar, 1989; Gaugler y
Kaya, 1990; Georgis y Hague, 199 1).
38
Se han realizado logros significativos en un corto período de tiempo al usar nematodos
Steinemematidae y Heterorhabditidae como agentes de control biológico (Georgis, 1992; Kaya
y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler, 1994), contra gorgojos e insectos en ambientes
trípticos (Gaugler y Kaya, 1990).
Para el control de la mosca de la fruta se aplican métodos para tratamientos con medidas pre -
cosecha y estrategias de control postcosecha. Estos últimos consisten en métodos como el
tratamiento en frio y el tratamiento con agua caliente, aunque estos métodos presentan ciertas
dificultades pues la mortalidad de la mosca de la fruta en la etapa de huevo y larva no es
afectada (Sharp y Gould, 1994).
Es necesario que nuevos parásitos con habilidades especializadas se puedan aplicar, que
ataquen los huevos someramente colocados y que controlen efectivamente en densidades bajas
del hospedero, serían candidatos bienvenidos para la liberación clásica o aumentada
(Baranowski et al., 1993) teniendo. la preocupación de que 185 especies de Anastrepha (Aluja,
1994; Aluja et al., 1996) viven en los trópicos de América (Baranowski et al., 1993).
2.3.1 Impacto ambiental
El impacto ambiental puede ser definido como cualquier efecto sobre un organismo no objetivo
el cual resulta de la introducción intencional de un enemigo natural (Ehler, 1990b).
Al ubicar la presencia de una plaga e implementar métodos para reducir sus poblaciones, es
necesario introducir un agente de control biológico, lo cual tiene como consecuencia un
impacto ambiental y que al establecerse de manera permanente este agente de control, su
impacto no necesariamente tendrá que ser negativo; el impacto ambiental de un agente de
39
control biológico esta en función de: a) los atributos de la especie introducida, b) la naturaleza
de la zona objetivo, y c) la estrategia de introducción empleada (Ehler, 1990a).
El impacto puede ser clasificado de acuerdo con los siguientes factores: 1. Duración: corto
período de tiempo, como en la liberación inundativa, VS . período largo, como en el Control
Biológico Clásico; 2. Predecibilidad: total inesperado VS . predecible; 3. Resultados: positivos o
negativos; 4. Magnitud: efectos menores o sutiles, de interés práctico o no, VS . efectos
mayores, de consecuencia práctica considerable; 5. Interacción: directa o indirecta (ejem.
cuando se implica una tercera especie) y 6. Medida de tiempo: inmediato VS . retardado (Ehler,
1990a).
2.3.2 Liberación de parasitoides
La liberación aumentativa de Opiinae criados en masa, como parasitoides de moscas de la fruta
es potencialmente una táctica efectiva y ambientalmente sana para suprimir las poblaciones de
moscas de la fruta (Knipling, 1992;‘Purcell et al., 1994a).
Desde 1912, alrededor de 54 especies de parasitoides se han utilizado para el control de
moscas de la fruta (Clausen, 1978). Actualmente, sólo se reconocen seis especies: Biosteres
arisanus (Sonan), Diachasmimorpha longicaudata (Ash.), D. vandenboschi (Fullaway),
Psyttalia incissi (Silvestri) (Haramoto y Bess, 1970; Vargas et al., 1993), D. tryoni (Cameron)
y P. flecheri (Silvestri) (Wong et al., 1984; Wharton, 1989; Purcell et al., 1994a).
Baranowski et al., (1993), introdujeron 15 especies de las familias: Eulophidae, Braconidae,
Chalcidae y Eucoilidae, para controlar la mosca de la fruta del Caribe, de las cuales sólo cinco
especies se establecieron. De éstas, D. (= Biosteres) longicaudata obtenida en México es la
más exitosa, aunque los niveles de parasitación son bajos.
40
Para la mosca oriental de la fruta Bactrocera dorsalis (Hendel) se reportan sólo cuatro
parasitoides: B. arisamis D. longicaudata, D. vandenboschi y P. incisi (haramoto y Bess,
1970; Wong et al., 1984; Vargas et al., 1993; Purcell et al., 1994b) y en el Estado de Chiapas,
México, se registran ocho especies de parasitoides representadas en cuatro familias, donde D.
longicaudata es la mas frecuente (Aluja et al., 1990).
Los parasitoides no son específicos y atacan otros tipos de moscas (Aluja, 1993a) entre ellas
las caseras, y al-parecer no tienen impacto dañino a los tefrídos nativos (Duan et al., 1997)
aún cuando pueden reducir la emergencia de moscas adultas (Duan y Messing, 1997).
Contrario a las listas de hospederos publicadas, B. dorsalis criados en laboratorio o silvestres
no son hospederos naturales para D. tryoni, pues sólo matan el 3.7% de larvas, 7.1% de pupas,
y la emergencia también es muy baja (0.35%) (Ramadan et al., 1994), aunque se reporta un
porcentaje de parasitismo de 37.5% para B. dorsais (Duan et al., 1997).
Purcell et al., (1994a) reportan que la emergencia de D. lingucaudata varia de 71.8 a 74.6%,
aunque Purcell et al., (1994b) señalan que el porcentaje de parasitismo nunca excede el 6%, a
pesar de las liberaciones de casi 500,000 adultos de D. longicaudata.
La mayoría de los parasitoides que se liberan en Florida se obtienen de las exploraciones
realizadas en los trópicos del Viejo Mundo, para encontrar enemigos naturales de las especies
de Bactrocera. Estos parasitoides proveen un amplio rango de hospederos que incluyen a
varias especies de Anastrepha. Actualmente existe un creciente interés de la DAEUA/ ARS y
Universidades para iniciar nuevas exploraciones, esta vez en América Latina., para encontrar
nuevos parasitoides con habilidades especializadas, considerando que 185 especies de
Anastrepha (Aluja, 1994; Aluja et al., 1996) viven en los trópicos de América (Baranoswski et
41
al., 1993). Los ejemplos de liberaraciones aumentativas de parasitoides para el control de
Anastrepha son escasos (Aluja, 1994). El porcentaje de parasitismo en las diferentes especies
de Anastrepha está reportada con valores comprendidos entre 0.44 y 29.23% (Aluja et al.,
1990).
El uso de estos parasitoides presenta varios inconvenientes: hay una pérdida substancial de
ellos durante la producción masiva, en la introducción de altos números de parasitoides y en el
reducido grupo de parasitoides que se establecen, lo cual hace que la aplicación de éstos sea un
proceso exhorbitante costoso y de difícil manejo en el laboratorio (Aluja, 1993a;
Baranowski et al., 1993; Purcell et al., 1994a). Se considera que sólo se establece el 33.3% de
los parasitoides que se liberan (Baranowski et al., 1993). Por ello, el número que teóricamente
debería ser liberado, para reducir una población de larvas en el campo, dificilmente se alcanza;
además de ser más sensibles a los plaguicidas que las moscas (Aluja, 1993a; Purcell et al.,
1994c). ,
En la aplicación en el campo existen otras limitantes en lo que respecta a las características de
la mosca y del parasitoide: las moscas de la fruta tienen una fecundidad y capacidad de
dispersión más alta que los parasitoides, por lo que no son capaces de regular el crecimiento de
la población de la plaga (Debouzie, 1989); producen gran cantidad de progenie; por la
conducta larval para escapar de los parasitoides al excavar profundo en la pulpa, donde el
ovipositor del parasitoide es incapaz de alcanzarlo (Baker et al., 1944; Aluja, 1993a) o los
parasitoides son incapaces de penetrar la dura cáscara de ciertos frutos, lo que limita las
posibilidades de ser parasitado (Aluja et al., 1990; Aluja, 1993a).
42
Debido a que el parasitoide necesita la larva para sobrevivir, se crea un conflicto. Salvo los
parasitoides de pupas, las demás especies no pueden reproducirse porque las medidas de
control reducen al máximo su hospedero (Aluja, 1993a). En muchas ocasiones el
establecimiento de parasitoides fracasa por el número inadecuado de parasitoides, la poca
capacidad de adaptación biológica del hospedero objetivo para aceptar al parasitoide, o los
resultados de competencia con otros parasitoides (de la misma o diferente especie) en el mismo
hospedero (Ramadan et al., 1994)
La calidad de los parasitoides está directamente relacionada a su funcionamiento potencial en el
campo (Purcell et al., 1994a). Para elevar el control de calidad de los parasitoides se han
implementado varios mecanismos, como son el mejoramiento de los métodos pre y post
embarque, para evitar las pérdidas por emergencia de más del 58%, aunque después de la
estandarización de estos métodos, la emergencia no se reduce (Purcell et al., 1994a; Purcell et
al., 1994c).
Es necesario recordar que para que un enemigo natural sea efectivo debe poseer las
características de: a) alta capacidad de búsqueda, b) específico, c) potencial biótico de
reproducción mayor a la del hospedero, d) tener la habilidad de ocupar todos los nichos
habitados por el hospedero y e) que pueda reproducirse con facilidad bajo condiciones de
laboratorio (Aluja, 1993a).
Existen ejemplos de comportamiento en una especie de la mosca de la fruta, es el caso de
Toxotrypana curvicauda que para evadir los programas. de control, ha desarrollado el
mimetismo “muleriano” por medio del cual se ha adaptado para asemejarse morfológicamente a
43
una avispa, además de reducir al máximo el tiempo de apareo/cópula durante el cual es visible y
expuesto, para protegerse de los depredadores (Aluja, 1993a).
2.3.3 Bacterias entornopatógenas
El establecer el potencial de Bacillus thuringiensis B. como una fuente de agentes de
insecticidas que puedan reemplazar al malatión es una meta. Para llevar a cabo el control de la
mosca de la fruta del Mediterráneo, C. capitata, se han realizado bioensayos con productos de
fermentación de diferentes variedades de B. thuringiensis en contra de los adultos de la mosca,
discriminando varios tipos de agentes activos sobre la base de su solubilidad en agua y
estabilidad al calor. De 94 cepas evaluadas, 15 produjeron agentes que causaron 80% de
mortalidad en adultos de la mosca del Mediterráneo a los nueve días de exposición, y
encontraron que los productos típicos δ- endotoxinas y/o esporas y exotoxinas de la bacteria,
fueron patógenas para las moscas (Gingrich, 1987).
La mayoría de productos comerciales en Estados Unidos de Norteamérica y Europa Occidental
están basados en δ endotoxinas y se han aplicado contra larvas de lepidópteros. La cepa de la
variedad israelensis (H- 14) se ha utilizado contra mosquitos y moscas negras. Sólo unas
cuantas cepas produjeron endotoxinas que son activos contra Diptera y ninguno está disponible
comercialmente. La Thuringiesina es tóxica a muchas especies de Diptera; es producida y ,
utilizada para el control de insectos en Europa Oriental, pero está restringida por su
patogenicidad al inyectarse en ratones (Gingrich, 1987).
2.3.4 Hongos entornopatógenos
El uso de hongos entornopatógenos en el control de plagas se practica en países como Brasil,
Inglaterra, Francia, China y EUA. Algunas de las ventajas que presentan para su uso son entre
44
otras, su especificidad, su inocuidad hacia plantas, animales silvestres, peces, insectos
polinizadores y parasitoides (Zimmermann, 1993) su alta virulencia, la facilidad relativa de
multiplicación masiva y su rentabilidad (McCoy, 1990).
Actualmente ya se tienen formulaciones comerciales a base de hongos en varios países dentro
de ellos, cinco formulaciones a base del hongo Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sor.
(Deuteromycete) tales como biomax, biocontrol, combio, metabiol, metapol, metaquino en
Brasil, biotrol en EUA (McCoy, 1990) BIO 1020 en Alemania (Reinecke et al., 1990).
Lo anterior, permite considerar la potencialidad de utilizar M. anisopliae dentro de los
programas de control biológico de moscas de la fruta.
Se ha reportado que M. aniscopliae afecta a dípteros, tales como larvas de mosquitos de los
géneros Aedes, Anopheles y Culex (Daoust y Roberts, 1983). Este hongo presenta
potencialidad de uso en los adultos de la mosca del Mediterráneo C. capitata, con una dosis
letal 50% (DL 50) de 8x106 conidios/mL y un Tiempo Letal 50% (TL50) de 11.4 días (García et
al., 1984).
En las moscas de la fruta del género Anastrepha, se han evaluado tres cepas de M. anisopliae
en larvas de A. striata, y se reportan mortalidades de 42.5% 69% y 88.75% para cada una,
respectivamente (Romero, 1993); por su parte, Trujillo (1995) examinó la virulencia de 20 (
cepas de M. anisopliae en larvas del tercer estadio de A. ludens, y en condiciones de campo, la
efectividad de una de las cepas para determinar la reducción de la emergencia de adultos en dos
localidades y en dos suelos de diferente textura.
Trujillo (1995) reportó diferencias en la virulencia entre cepas, pues 13 de los 20 causaron una
mortalidad superior al 83%, sin diferencias estadísticas entre ellos, con valores de TL50
45
comprendidos entre 1.8 y 4.7 días. Las cepas de M. anisopliae(Ma) No. 2, Ma No. 8 y Ma
No. 16 causaron un 99% de mortalidad con valores de TL50 de 2.0, 3.1 y 4.0 días,
respectivamente. Las cepas Ma No. 2 y Ma No. 8, no difirieron significativamente entre ellos;
la cepa Ma No. 16 resultó diferente de Ma No. 2, con base en el TL 50. A estas tres cepas se les
determinó la Concentración Letal 50% (CL 50) que tuvo una variación entre 3.7 x 105 hasta 4.8
x 105 conidios/mL.
Bajo condiciones de campo, en un suelo con textura franca, el hongo permitió la emergencia de
un 33% de adultos; en el testigo emergió el 76%; y en suelo con textura de arena migajonosa,
hubo una emergencia de un 49%, mientras que en el testigo se obtuvo un 71%.
No obstante esta “batería de armas biológicas”, el problema de la mosca de la Fruta en los
países tropicales permanece como una plaga muy seria y-abundante (Baranowski et al., 1993).
46
2.4 Los Nematodos entornopatógenos (NEPS)
Los NEPs de las familias Steinemematidae y Heterorhabditidae presentan atributos biológicos
y ecológicos que hacen su uso excepcionalmente seguro en el control biológico (Gaugler Y
Kaya, 1990a; Georgis, 1992; Kaya y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler, 1994). Los atributos
que los sitúan en posición sobresaliente son: 1. Búsqueda activa de hospederos (tienen
quimioreceptores y son móviles); 2. Exoneración de registro; 3. Virulencia extrema para
insectos (son fácilmente cultivados); 4. Son inocuos para vertebrados, plantas y otros
organismos no objetivo; 5. Amplio rango de hospederos (Poinar, 1979; Woodring y Kaya,
1988; Georgis y Poinar, 1989; Akhurst, 1990; Gaugler y Kaya, 1990; Maya, 1990a; Georgis,
1992; Kaya y Gaugler, 1993; Kaya, 1993a; Kaya, 1993b; Boemare et al., 1996).); 6. Se aplican
fácilmente utilizando equipos de rocío común; 7. Son dóciles para la selección genética y 8.
Son compatibles con muchos plaguicidas químicos (Gaugler, 1988; Georgis y Poinar, 1989;
Akhurst, 1990; Gaugler y Kaya, 1990; Georgis et al., 199 1; Georgis, 1992; Kaya y Gaugler,
1993).
Aunque casi 40 familias de nematodos están asociados con insectos, muy pocas causan
mortalidad al hospedero, y solo las familias Mermithidae (Lacey y Goettel, 1995),
Steinemematidae y Heterorhabditidae, están ampliamente disponibles para usarlas en control
biológico (Gaugler y Kaya, 1990; Georgis, 1992; Kaya y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler,
1994).
Las especies de Steinemema y Heterorhabditis son consideradas como agentes de control
biológico de insectos plaga, por su amplitud de variación de hospederos (Poinar, 1979), su
rápida acción y su seguridad ambiental, por lo que los consideran como alternativas a los
47
insecticidas químicos, que son activos sólo por periodos cortos, producen resistencia a los
plaguicidas, y afectan organismos no objetivos (Poinar, 1979; Georgis y Poinar, 1989; Pimentel
et al., 1991; Georgis et al., 1991; Georgis, 1992; Pimentel et al., 1992; Aluja, 1993a; Lacey y
Goettel, 1995).
2.4.1 Steinernema carpocapsae
Se conocen 14 especies de Steinernema Travassos y Heterorhabditis Poínar, que han sido
citadas en ocho países (Poinar, 1990; Georgis y Manweiler, 1994; Jian et al., 1997) y ocho de
ellas pertenecen al Viejo Mundo. Sólo un género y una especie, S. carpocapsae, se cita en el
Continente Americano, y fue aislada en México (Georgis y Manweiler, 1994). Los nematodos
que han sido aislados y tienen cierto grado de pureza se les consideran como cepa, y aún
cuando no han sido caracterizados propiamente, representan poblaciones diferentes, por lo que
es necesaria su conservación. El prevenir su pérdida, o contaminación con otras cepas o
especies y preservar su identidad genética, es importante, de tal manera, que puedan servir
como punto de partida para agrupar o identificar especies, con la taxonomía clásica y
tecnología del ADN (Curran, 1990; Smits et al., 1991; Kaya y Gaugler, 1993).
2.4.2 Ciclo de vida de los NEPs
Las especies Steinernema y Heterorhabditis presentan cuatro etapas antes de madurar. Sólo el
tercer estado juvenil (infectivo o dauer), puede sobrevivir tùera del insecto, por largos períodos
sin tomar alimento, en espera de un hospedero y así moverse de un insecto a otro (Gaugler y
Kaya, 1990; Georgis y Manweiler, 1994). Los juveniles infectivos (JIs) al entrar en un insecto,
se desarrollan en hembras hermafroditas (Heterorhabditis), o en hembras y machos
(Steinernema) (Georgis y Manweiler, 1994) y producen una o más generaciones de progenie,
48
que continúa hasta que se agotan los nutrientes del hospedero (Kaya y Gaugler, 1993; Georgis
y Manweiler, 1994).
En este momento y de manera sincronizada, los nematodos llegan al tercer estadio y dejan el
cadáver en búsqueda de un nuevo hospedero (Georgis y Manweiler, 1994; Tachibana et al.,
1996), al cual detectan por los productos de excreción, emisiones de dióxido de carbono y
gradientes de temperatura (Lewis et al., 1992; Lewis et al., 1993; Georgis y Manweiler, 1994).
El ciclo de vida se completa en un período de 6-18 días a 18-28ºC, dependiendo del insecto
hospedero y de la especie del nematodo (Poinar, 1990; Georgis y Manweiler, 1994).
2.4.3 La simbiosis de NEPs con bacterias los convierte en insecticidas biológicos
Los nematodos son entornopatógenos porque son los únicos que, en una asociación mutualista,
llevan e introducen bacterias simbiontes en los insectos, atributos que han alentado a varias
compañias a producirlos como insecticidas biológicos (Gaugler y Kaya 1990; Georgis, 1992);
las relaciones simbiontes se dan porque el papel de la bacteria es servir como alimento y
proveer los nutrientes esenciales requeridos para la reproducción del nematodo (Poinar, 1989;
Tachibana et al., 1996); los nematodos protegen a la bacteria del ambiente del suelo, sirven
como vectores para penetrar al hospedero apropiado (Kaya, 1993a; Kaya y Gaugler, 1993;
Georgis y Manweiler, 1994; Tachibana et al., 1996) y posiblemente la bacteria necesita de las
proteínas antibacterianas del hospedero (Kaya, 1993a; Kaya y Gaugler, 1993).
Los JIs de manera similar a los adultos, presentan atributos de parasitoides, depredadores y
patógenos microbianos (aunque no se les puede considerar como tal). Son similares a insectos
parasitoides en cuanto a que las formas juveniles tienen un alto potencial reproductivo y se
49
desarrollan a expensas de un hospedero, y depredadores porque el hospedero puede morir
eventualmente (Ehler, 1990a; Kaya y Gaugler, 1993).
Las bacterias Xenorhabdus sp. tienen la forma de bacilos móviles, son gram negativas,
anaerobias y tienen flagelos peritricos que forman esferoplastos en cultivos viejos. Estas no
forman esporas, así que no poseen una estructura de resistencia ambiental, por lo que no se
encuentran en ninguna parte, excepto en el interior de los nematodos e infectando hospederos;
su ciclo de vida presenta dos fases variantes (Poinar, 1989; Poinar, 1990; Akhurst y Boemare,
1990; Georgis y Manweiler, 1994) conocidas como fase 1 (forma primaria) y fase II (forma
secundaria) que difieren entre sí bioquímica y morfológicamente (Kaya, 1993a).
Las especies de Steinernema y Heterorhabditis están asociados con las especies de bacterias
Xenorhabdus y Photorhabdus (Enterobacteriaceae) respectivamente, y la gran mayoria de P.
Zuminescens en su fase 1, despiden una bíoluminiscencia más de 1,000 veces mayor que la fase
II (Tachibana et al., 1996) mientras que Xenorhabdus sp., asociada con Steinernema no
despiden luminosidad (Kaya y Gaugler, 1993).
Las células bacterianas se localizan en los intestinos de los JIs (Poinar, 1989; Gaugler y Kaya,
1990; Kaya y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler, 1994); en Steinernema la gran mayoria se
encuentran en la porción ventricular del intestino (Tachibana et al., 1996) y en Heterorhabditis,
Photorhabdus se encuentra en el mismo lugar, y además puede ocurrir en todo el espacio
intestinal y aún en la cavidad de la faringe (Poinar, 1990).
Cuando los JIs de Steinernema encuentran un insecto hospedero, entran por las aberturas
naturales (boca, ano, espiráculos) (Kaya, 1993a); en el caso de Heterorhabditis, pueden
también hacerlo directamente a través de la cutícula y penetran al hemocele; en el caso de
50
larvas de escarabeidos, no se tiene información acerca de la penetración de nematodos vía
espiráculos (Lacey et al., 1993). Ahí, el tracto digestivo de los JIs llega a ser funcional y libera
a Xenorhabdus o Photorhabdus a través del ano y comienzan a multiplicarse en la hemocele
del insecto (Poinar, 1989; Poinar, 1990; Kaya, 1993a; Kaya y Gaugler, 1993; Tachibana et al.,
1996), matan a sus hospederos en 24 - 72 h (Georgis y Manweiler, 1994) o en 48 h (Kaya,
1993a; Kaya y Gaugler, 1993) por septicemia, estableciendo las condiciones para la
reproducción del nematodo en el cadáver (Poinar, 1989).
2.4.4 Condiciones de suelo
Aún cuando se está hablando de plagas y varias especies de NEPs, con eficacia probada en el
campo, el factor temperatura y sus extremos son causa del éxito o fracaso del programa de
control. Cuando la humedad del suelo es la adecuada,‘ pero las temperaturas son bajas (12-
14°C) o altas, se afecta a los nematodos en si mismos, a la bacteria simbionte, o ambos (Ehler,
1990a); un ejemplo es Heterorhabditis cuyo desarrollo tiende a ser inhibido a temperaturas por
arriba de 30ºC (Kaya, 1990a; Griffin, 1993). En estudios de campo, sólo se han hecho ensayos
con sólo tres especies de nematodos a temperaturas altas únicamente.
Las experiencias en campo con S. glaseri, S. carpocapsae y Steinernema spp. han sido eficaces
en contra del escarabajo japonés Popillia japonica Newman (Coleoptera: Scarabaeidae)
solamente a temperaturas mayores a 20°C (Georgis y Gaugler, 1991) pero muchas especies son
activas a temperaturas mas bajas, y se requiere que los NEPs y sus correspondientes bacterias
estén adaptadas al frío para matar dichas plagas (Kaya y Gaugler, 1993).
En condiciones de laboratorio es posible realizar infecciones a temperaturas tan bajas como 5-
7°C pero su infectividad en el campo no ha sido estudiada (Georgis y Manweiler, 1994). La
51
experimentación en laboratorio se realiza exhaustivamente y en la actualidad es una actividad
que sigue prevaleciendo fuertemente, aunque hay otras formas de enfocar el problema, como es
la opinión prospectiva y un poco más integradora de Georgis (1990a) que dice que “para que
los nematodos sean agentes ‘de control efectivos, se debe colocar la especie de nematodo
adecuada y mejor adaptada a la plaga de insecto, en un ambiente propicio”; cuando el agua
necesaria está disponible, las especies de diferentes nematodos sobreviven mejor en las
diferentes temperaturas debido al origen geográfko de cada especie (Georgis y Manweiler,
1994).
2.4.5 Dispersión
Los factores que afectan la dispersión activa del nematodo en el suelo para encontrar al
hospedero, incluyen:
1. Los espacios intersticiales, que en los suelos arcillosos son pequeños y limitan el movimiento
del nematodo (Choo y Kaya, 1991; Georgis y Poinar, 1983a).
2. La humedad, los nematodos requieren de una película de agua para dispersarse en el suelo
(Kaya y Gaugler, 1993); pero, en condiciones secas y cuando oscila la temperatura de 5 -25°C
se incrementa la dispersión de 0 - 50%. Las condiciones secas con bajas temperaturas inhiben el
movimiento por falta del agua para moverse y la temperatura induce a la inactividad. LOS
niveles altos de humedad o el exceso de agua reducen la dispersión del nematodo, debido a la
anoxia y el deslizamiento (Kaya, 1990b). Aún con la ayuda del agua en los movimientos
pasivos de los nematodos, la dispersión activa probablemente juega un papel mayor para
encontrar al hospedero (Timper et al., 1988).
52
3. La presencia de un hospedero; con excepción de S. glaseri, la mayoría de NEPs no se
dispersan activamente en presencia o ausencia del hospedero, aunque la presencia de un
hospedero incrementa significativamente el número de JIs en dispersión (4- 90 cm); a la
mayoría de ellos se les encuentra cercanos al sitio donde se colocan (Kaya, 1990b).
4. Las plantas afectan directa e indirectamente a los nematodos de muchas formas, pues crean
un gradiente de humedad en la rizósfera e influyen en la temperatura del suelo al interceptar la
radiación solar. Las raíces de las plantas al respirar reducen el O2 e incrementan el dióxido de
carbono en el suelo circundante, y crean gradientes de O2 y dióxido de carbono cercano a las
raíces. Estas raíces pueden afectar la dispersión del nematodo; S. glaseri se acumula alrededor
de las raíces en respuesta al CO2 y esta conducta puede llevar al nematodo a un contacto mas
cercano con un hospedero sedentario que se alimente en la zona de raíces (Kaya, 1990b).
5. Los nematodos son extremadamente vulnerables a la radiación ultravioleta de la luz solar, lo
suficientemente sensibles para restringir las aplicaciones al atardecer o temprano en la mañana.
Los JIs de H. bucteriophora son especialmente sensitivos y se inactivan al exponerlos a niveles
que no han afectado a S. carpocapsae (Gaugler et al., 1992a; Georgis y Manweiler, 1994).
2.4.6 Conducta
Se asevera que ciertas especies o cepas de nematodos controlan insectos específicos mejor que
otros en el campo. Este argumento también es aplicable al comportamiento de los nematodos y
de la plaga insecto, pues las diferencias conductuales en las diferentes especies o cepas de
nematodos pueden afectar la eficacia (Lewis et al., 1992; Campbell y Gaugler, 1993;
Koppenhöfer et al., 1995).
53
Aunque los NEPs tienen un amplio rango de hospederos (Poinar, 1979; Woodring y Kaya,
1988; Georgis y Poinar, 1989; Akhurst, 1990; Gaugler y Kaya, 1990; Kaya, 1990a; Georgis,
1992; Kaya y Gaugler, 1993; Kaya, 1993 a; Kaya, 1993b; Boemare et al., 1996), las diferencias
en la conducta de búsqueda, puede resultar en un rango de hospederos más estrecho. Las
estrategias de búsqueda que utilizan son el acechamiento y la navegación (Kaya, 1993a; Kaya y
Gaugler, 1993). Los acechadores están más especializados para insectos móviles, en la
superficie del suelo, y los navegadores para insectos más sedentarios y/o subterráneos. La
conducta de nictación es una táctica efectiva de acechamiento, porque incrementa el área de
superficie para contactar al hospedero (Campbell y Gaugler, 1993).
Los heterorhabditidos y S. glaseri inician sus movimientos de búsqueda al azar en el suelo, y
cuando están muy cerca de un hospedero, responden positivamente a pistas físicas y químicas
producidas por insectos para encontrarlos. S. carpocapsae (un acechador), se utiliza para
controlar el gorgojo negro de la vid, que ataca a las raíces, y dada la diferencia de ubicación (el
nematodo en la superficie y el gorgojo debajo de ésta), tiene como consecuencia que se
incremente el número de nematodos aplicados (Kaya, 1990b).
S. carpocapsae entra a un estado quiescente tan pronto se aplica en el suelo; solo una pequeña
proporción son buscadores, pues la mayoría conservan su energía y esperan al hospedero, o
llegan a ser agresivos sólo en las cercanías de éste. Los heterorhabditidos no se mueven tan
rápidamente en el suelo como lo hace S. glaseri (Kaya, 1990b).
La aplicación de NEPs con un comportamiento navegador, que se dispersen en una extensión
más amplia del suelo, y en cuestión de temperatura, nematodos que estén adaptados a
condiciones un poco más frías a las temperaturas de la interfase suelo-humus, vendría
54
notablemente a: 1. Mejorar la amplitud de búsqueda del hospedero; 2. Tener mayores
probabilidades de establecer el contacto nematodo-hospedero; 3. Beneficiar la eficacia, bajar
los costos de aplicación y los números de nematodos (Lewis et al., 1992; Campbell y Guagler,
1993)..
2.4.7 Predecibilidad
A causa de que el complejo ejerce una influencia recíproca de factores bióticos y abióticos,
lograr la predecibilidad es probablemente el desafío intelectual más grande que encara el
control biológico actualmente (Ehler, 1990a). Los factores abióticos como: humedad,
profùndidad, tipo de suelo, estación, temperatura, métodos de aplicación, así como de factores
bióticos tales como: cepa y biología del nematodo, el hospedero objetivo y el ambiente en el
que se aplican los nematodos, son factores útiles para predecir el fracaso o éxito del control de
la plaga. Estas consideraciones provienen de comparaciones con 82 ensayos de campo
(Georgis y Gaugler, 1991). La estrategia de control debe diseñarse de tal manera que asegure
el contacto nematodo-insecto (Georgis, 1990a; Georgis y Hague, 1991).
Las estrategias de control, generalmente involucran una aplicación inundativa de nematodos en
contra de una plaga de insecto en particular en corto plazo, y es una meta primaria la liberación
inoculativa, que debe contar con una persistencia y reciclaje de nematodos a largo plazo, para
mantener el control de la plaga objetivo. La persistencia del hospedero en una estrategia a largo
plazo es esencial en una población natural de nematodos (Georgis y Manweiler, 1994).
2.4.8 Comercialización
Las especies de las familias Steinernematidae y Heterorhabditidae se conocen desde hace
décadas (Poinar, 1990) y son capaces de localizar activamente, parasitar y matar insectos; por
55
lo que para lograr un control selectivo, que dispense otros enemigos naturales, a niveles
comparables con los insecticidas comunes (Georgis, 1992), se deben considerar los
conocimientos de los factores que limitan a los nematodos; ejemplo: 1. la desecación 2. luz
ultravioleta 3. la ecología del insecto objetivo (etapa de desarrollo, interacción con la planta
hospedera) y 4. metodología de aplicación (aplicaciones por manchones, formulaciones con
cebos, dispersión con los sistemas de irrigación) (Georgis y Gaugler, 1991; Georgis y
Manweiler, 1994).
Aunque los Steinernematidae y Heterorhabditidae tienen una variación muy amplia de
hospederos, las especies utilizadas para el biocontrol de insectos, significan poca o ninguna
amenaza a las poblaciones naturales de invertebrados no objetivos (Akhurst, 1990; Georgis et
al., 199 1; Georgis, 1992; Kaya y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler, 1994).
Hasta que Rudolf Glaser ideó por primera vez un método para cultivar de manera exitosa un
nematodo parásito (S. ghseri) en un medio artificial (Glaser, 1931), los nematodos
entornopatógenos solo podían cultivarse en insectos vivos; actualmente, las larvas de la polilla
más grande de la cera Galleria mellonella (L.), son utilizadas para la producción de nematodos
en vivo; sin embargo, los costos de producción in vivo son muy altos e inalcanzables para la
producción comercial (Georgis y Manweiler, 1994).
La técnica de cultivo monoaxénica de Bedding (198 1, 1984) logra rendimientos mucho más
altos y más consistentes, debido a que los costos de producción son reducidos por un proceso
de cosecha semiautomatizado; este método ha sido utilizado por las Universidades Y
sociedades descentralizadas, tales como China, y pequeñas operaciones comerciales (Georgis,
1990b; Georgis y Manweiler, 1994).
56
En la producción en gran escala, la técnica de Bedding se mantiene arriba de un nivel de
rendimiento de aproximadamente 10 x 1012 nematodos por mes, y esta producción por
fermentación líquida monoaxénica cuesta menos que otros métodos, y además estos costos
disminuyen cuando se producen 50 x 1012 nematodos por mes (Georgis, 1990b; Georgis y
M a n w e i l e r , 1 9 9 4 ) .
Para la comercialización de productos basados en nematodos, se requirieron grandes avances
en la producción y formulación de nematodos. Los nemátodos se deben producir en cantidades
suficientes para aplicaciones en campo, con costos competitivos a los plaguicidas químicos
(Georgis, 1992), en los cuales se buscan ciertas condiciones en los nematodos, como son la
calidad (viabilidad, patogenicidad) que debe ser consistente; las formulaciones, con un
promedio de vida en laboratorio (vida en estante o anaquel) suficiente para su almacenaje y
transporte al sitio de uso; promedio de vida incrementado a temperatura ambiente y su
aplicación que debe ser rápida y simple (Georgis y Manweiler, 1994).
Actualmente, ya se tienen formulaciones comerciales que cumplen con estos requerimientos en
varios países (Cuadro 3) y están siendo desarrolladas versiones mejoradas de manera activa. El
futuro de los productos basados en nematodos para el control de plagas parece brillante, en
realidad (Georgis y Manweiler, 1994).
Sin embargo, cabe señalar que se está considerando sólo los nematodos que se producen de
manera comercial (Steinernema y Heterorhabditis, con sus correspondientes cepas) y al
parecer, no se contempla el uso de los nematodos nativos, cuya utilización vendría
probablemente a obviar las condicionantes que Georgis ( 1992) y Georgis y Manweiler, (1994)
señalan (calidad; formulaciones con vida suficiente; aplicación).
57
Cuadro 3. productos comerciales disponibles con nematodos Steinemematidae o
Heterorhabditidae *
Formulación Especie de nematodo Producto País
Alginato gel S. carpocapsae
Polycrilamina gel S. carpocapsae
Arcilla H. bacteriophora
Gel fluido
s. feltiae
H. megidis
s. feltiae
S. carpocapsae
S. feltiae
Agua granular asperjable Steinemema spp.
Ortho BioSafe; BioVector;
Exhibit
Sanoplant
Boden-Nützlinge
BioSafe-N; BioVector
Helix
Magnet,
Otinem
Nemasys-H
Nemasys
Vector
BioSafe
Stealth
EUA
Suiza
Alemania
EUA
Canada
WA
EUA
UK
UK
EUA
Japón
UK
EUA
Georgis y Manweiler, (1994).
58
!2.4.9 Patogenicidad y susceptibilidad
La patogenicidad del nematodo depende de su habilidad para: localizar (Lewis et al., 1992;
Lewis et al., 1993), entrar al insecto y el rango en el cual él y su simbionte puedan evadir o
vencer la respuesta inmunologica del insecto hospedero (Akhurst y Boemare, 1990).
La mayoría de los complejos nematodo/simbiote producen varias toxinas diferentes, que
ayudan a asegurar su habilidad para infectar, matar y reproducirse en muchos hospederos
diferentes (Akhurst y Boemare, 1990; Georgis y Manweiler, 1994). Estas toxinas pueden
neutralizar la respuesta inmuno- humoral del hospedero. En casos tales como la combinación
de S. glaseril con X. poinarii, solamente juntos, el nematodo y la bacteria, infectan y matan a
G. mellonella no como patógeno aislado (Akhurst y Bedding, 1986).
La eficacia de los NEPs difiere significativamente en el mismo insecto objetivo. Estas
diferencias se han atribuido a:
1. La variación entre las cepas de nemátodos y la actividad de los JIs en el suelo (Glazer et al.,
1991); aunque los nematodos se pueden desarrollar muy bien en muchas especies de
hospederos diferentes, el desarrollo óptimo difiere con la especie o cepa de nematodo; el aislar
varias especies/cepas de nematodos diferentes, en contra de una plaga objetivo en particular, es
esencial en cualquier programa de control (Gaugler, 1988; Georgis, 1990a; Yeh y Alm, 1992),
aunque Choo et al., (1996) no encuentran ninguna ventaja al combinar dos especies de NEPs
contra la larva de escarabajo del pepino moteado, Diabrotica undecimpunctata
undecimpunctata Mannerheim. Zhang et al., (1994) examinan los efectos tóxicos de
insecticidas sobre los juveniles infectivos de S. carpocapsae para determinar posibles
59
combinaciones de insecticidas con nematodos, y encuentran que estos insecticidas causan
detrimento a los nematodos.
2. El número de bacterias por infectivo juvenil. En S. carpocapsae varía de 20-250 células
(Georgis y Manweiler, 1994) y la virulencia de la bacteria simbionte, la cual está influenciada
por el porcentaje de crecimiento de la bacteria y la actividad de las enzimas-proteolíticas
(Glazer et al., 1991).
3. La proporción de juveniles que lleva el hospedero; el porcentaje de invasión de nematodos al
hemocele del insecto es el factor más importante que afecta la patogenicididad global de
esteinernemátidos y heterorhabdítidos y el tiempo que tardan para liberar las bacterias (Glazer
et al., 1991). De aquí se desprende la necesidad de evaluar el efecto de la concentración de
nematodos en una especie de insecto determinada.
4. El tamaño del insecto hospedero (Glazer et al., 1991).
El factor principal que determina la susceptibilidad del hospedero, es la habilidad de los
nematodos para penetrar al insecto hospedero. Los hospederos más susceptibles son
generalmente los más fácilmente penetrados por los nematodos (Georgis y Manweiler,
1994). La susceptibilidad de diferentes insectos a Xenorhabdus también depende de la
habilidad de la respuesta de defensa del hospedero para limitar la reproducción bacteriana
(Akhurst y Boemare, 1990).
En algunos hospederos susceptibles, la bacteria Xenorhabdus spp. no es reconocida, o no es
atacada y muerta por los hemocitos del hospedero, lo que les permite multiplicarse y matar al
hospedero (Poinar, 1989; Akhurst y Boemare, 1990) aunque en otros, el porcentaje de
mortalidad de insectos es afectado directamente por las diferentes cepas de la bacteria
60
simbionte (Glazer et al., 1991). Los valores de Dosis Letal (DL50) varían de menos de 50
células bacterianas (hospederos susceptibles) a más de 500 células (hospederos menos
susceptibles) (Georgis y Manweiler, 1994).
2.5 Insectos hospederos de Steinernema y Heterorhabditis
2.5.1 Hymenoptera
El nematodo entómopatógeno S. carpocapsae, junto con su bacteria asociada X. nematophilus
(Poinar y Thomas) tienen gran potencial para el control biológico de ciertas plagas de insecto,
como es el caso del gusano de la naranja de California Amyelois transitella (Walker), que se
aplica con equipo de rocío aéreo (Lindegren et al., 1981). Sin embargo, existe la duda de si
existen efectos deletéreos sobre insectos benéficos como parasitoides y polinizadores
himenópteros, para lo cual, Kaya et al., (1982) demostraron que el rocío directo de JIs sobre
abejas causa menos del 15% de mortalidad. Así, S. carpocapsae puede ser usado contra plagas
de insectos donde ocurren las abejas.
2.5.2 Coleoptera
Morris (1985) al investigar la susceptibilidad de 31 especies de insecto plaga representadas en
siete familias de Lepidoptera, tres de Coleoptera y tres de Diptera (Ottidae, Anthomyiidae y
Tephritidae), a las especies S. feltiae y H. bacteriophora, juzgó que S. felitiae garantiza
investigaciones adicionales; y con el estado de pupa de R. mendax (Curran) y R. pomonella no
encontró mortalidad ni infección.
Lacey et al., (1993) demostraron que existen factores relacionados con el estrés, como la
ausencia de alimento, conducta sexual y la edad, que incrementan la susceptibilidad de
61
escarabeidos, es el caso de P. japonica ante la infección de NEPs. y encontraron que las
especies más virulentas fueron: S. glaseri, S. feltiae (= bibionis), (adaptado al frío),
Heterorhabditis y S. carpocapsae, con mortalidades de 55, 44, 36 y 34% respectivamente; sus
observaciones, aunque no desligan una ruta oral anal de invasión, demuestran que la ingestión
de alimento con nematodos no es necesaria para producir la infección.
2.5.3 Lepidoptera
Morris et al., (1990) investigaron dosis letales en laboratorio de nueve cepas de complejos
nematodos/bacteria en seis especies de Noctuidae, una de Geometridae y otra de Pyralidae
(Lepidoptera), y al evaluar la invasibidad, infectividad y potencial reproductivo de cada
nematodo en cada especie de insecto, encontraron que S. feltiae, S. glaseri, S. bibionis Bovien
y H. bacteriophora muestran potencial para el control del gusano cogollero.
Morris y Converse (1991) investigaron la respuesta de las mismas especies de insecto a seis
especieskepas de steinememátidos y dos de heterorhabditidos, e indicaron que los más
patógenos en el ambiente de suelo fueron, en orden decreciente, S. bibionis Bovien, H.
bacteriophora (= heliothidis) y S. feltiae cepas Mexicana y All.
Glazer et al., (1991) realizaron una investigación de laboratorio para determinar las diferencias
en patogenicidad de cinco NEPs, en larvas del gusano de la hoja del algodón egipcio,
Spodoptera littoralis Boisduval (Lepidoptera: Noctuidae), y registraron a Heterorhabditis sp.
IS como el mas patógeno, siguiéndole S. carpocapsae Mexicana, S. carpocapsae All, y H.
bacteriophora HP88, mientras que S. glaseri fúe el menos patógeno.
62
2.5.4 Diptera
Los Steinemematidae y Heterorhabditidae también se han utilizado como agentes de control
biológico contra las larvas del tercer estadio de las moscas que se crían en el estiércol, Musca
domestica (L.), Ophyra aenescens (Wiedemann), Fannia canicularis y F. femoralis (Stein)
(Muscidae: Muscinae las dos primeras, Fanniinae las restantes) para determinar su
susceptibilidad ante cuatro cepas de S. feltiae (Breton, Mexicana, All y 42), dos de S. bibionis
y uno de H. bacteriophora (= heliothidis), y se encontró que S. feltiae fue el más infectivo con
mortalidades arriba de 64%, pero todos lograron infectar los cuatro hospederos (Mullens et al.,
1987).
Al tratar los conos infectados del abeto negro, PPiceaitea mariana (Mill.) B.S.P. por la larva del
cono, Strobilomya appalachiensis Michelsen (Anthómyiidae); la proporción de larvas
infectadas con S.. feltiae fue significativamente grande (Sweeney y Gesner, 1995). Resultados
diferentes se obtuvieron con el primer estadio de la larva del repollo, Delia radicum (L.)
(Anthomyiidae) al probar siete especies/cepas de NEPs; sin embargo, S. feltiae “DD136” y H.
bacteriophora fueron significativamente menos letales con los valores DE50 (Dosis Efectiva 50)
(Bracken, 1990).
En el caso de la larva del minador de la hoja, Liriomyza trifolii (Burgess) (Agromyzidae), en
condiciones de laboratorio, el control de esta plaga varió de 48 a 98% al utilizar 20
especies/cepas de esteinememátidos y heterorhabditidos, y se observó que los más patógenos
fueron S. carpocapsae y la cepa seleccionada de Liriomyza, S. carpocapsae, por lo que se
sugiere que los nematodos deben ser utilizados para manejar resistencia a los insecticidas, entre
63
ellos la abamectina, y abatir la resistencia a plaguicidas para un control efectivo en L. trifolii
(Hara et al., 1993).
Esta plaga cosmopolita tiene mucha habilidad para desarrollar rápidamente una resistencia a
plaguicidas, como Permethrina y Fenvalerate, por lo que se le han aplicado agentes parasitoides
himenópteros y luego NEPs. El procentaje de mortalidad fue de 93.3% para S. carpocapsae.
Esta especie se reproduce en todas etapas de L. trifolii, excepto en la tercera etapa de la larva y
en la pupa temprana. Todas las etapas larvales de L. trifolii fueron susceptibles a la infección
del nematodo (Lebeck et al., 1993).
Al evaluar las especies efectivas de nematodos para el control biológico potencial de la mosca
grulla, Tipula paludosa Meigen (Tipulidae) en laboratorio y campo, con Steinernema y
Heterorhabditis, se encontró que S. feltiae y S. anomali Kozodoi fueron los nematodos más
virulentos, mientras que los heterorhabditidos y S. affinis (Bovien) nunca excedieron el 20% de
eficacia. Puesto que S. anomali muestra una tendencia para emigrar más hacia abajo que S.
feltiae, se señala que influyen ademas otros factores en la eficacia del nematodo, como la
diferente etapa larval o una susceptibilidad incrementada después de la muda (Ehlers y
Gerwien, 1993).
En el primer registro de control biológico del gusano radicular del betabel, Tetanops
myopaeformis von Röder (Otitidae), se evaluó la tercera etapa larval ante tres cepas de S.
carpocapsae, dos de S. feltiae y una de S. glaseri, y se encontraron los niveles más altos de
infectividad en S. feltiae UL, S. feltiae SN, S. glaseri 326, S. carpocapsae 252 y S.
carpocasae All (Wozniak et al., 1993).
64
En el jején de los hongos Bradysia coprophilu (Sciaridae), S. feltiae SN redujo
significativamente esta población en comparación con S. carpocapsae All, el insecticida
bacteriano B. thuringiensis subsp. israelensis, y el regulador de crecimiento de insectos
denominado "Knopreno" . En condiciones de laboratorio, la segunda y cuarta etapa larval del
jején de los hongos fueron más susceptibles que la pupa (Harris et al., 1995).
Beavers y Calkins (1984), analizaron la susceptibilidad de larvas, pupas y adultos de la mosca
de la fruta del Caribe Anastrepha suspensa (Tephritidae), a las especies de nematodos
entornopatógenos S. feltiae cepas All, Mexicana y Breton; S. glaseri y H. bacteriophora, en
condiciones de laboratorio, y encontraron que la cepa Al1 demostró ser más eficaz que la
Mexicana; con 1,000 infectivos; la cepa All causó un 88.1% y 93.4% de mortalidad en larvas y
adultos respectivamente; la cepa Mexicana 90.7 y 91.7% y la cepa Breton mató un 83 y 70.3%,
en el mismo orden. La mayoría de las pupas no fueron infectadas.
Lindegren y Vail (1986) analizaron cinco diferentes concentraciones, de 5,000 a 500,000
nematodos/maceta, que equivale a 50 a 5,000 JIs/larva de S. feltiae en larvas, pupas y adultos
de la mosca del Mediterráneo C. capitata, mosca del melón Dacus cucurbitae y la mosca
oriental de la fruta D. dorsalis, y encontraron mortalidades que variaron de 92 a 9% para la
mosca del Mediterraneo, 85 a 9% para la mosca oriental, y 86 a 0% para la mosca del melón;
los valores de CL50 encontrados fueron de 610, 730 y 1,290 nematodos/larva, respectivamente.
Las larvas del tercer estadio de todas las especies fueron las más susceptibles, los adultos de la
mosca del Mediterráneo fueron muy poco susceptibles en un 0.2%, y las pupas no fueron
susceptibles. Estos autores concluyen que los nematodos pueden ser eficaces para el control de
otras moscas de la fruta de la familia Tephritidae.
65
De la misma manera, al exponer la tercera etapa larval de C. capitata a dos cepas de S.
carpocapsae (Al1 y Mexicana) a tres diferentes concentraciones de JIs/cm2, se encontraron
mortalidades que variaron de 46 al 87.2% para la cepa All, y para la Mexicana (selección
Kapow) 91.2 al 99.6% dependiendo de la concentración (Lindegren, 1990).
En ensayos de campo, las prepupas de C. capitata mostraron una mortalidad’significativa,
cuando se expusieron a concentraciones de 5,000, 1,500, 500 y 150 JIs/cm2 de S. feltiae cepa
Mexicana; este trabajo aporta la dosis media de laboratorio de 500 nematodos/larva, y la de
500 nematodos/cm2 para aplicaciones en el suelo. En campo, estas dosis produjeron
mortalidades más altas en suelo nativo que en una cubierta de vermiculita. La respuesta de
mortalidad de las moscas ante nematodos producidos in vivo o in vitro, no fue
significativamente diferente a una concentración media de exposición. Además la respuesta de
la CL50 (Concentración Letal) estimada de 38 nematodos/cm2, indica que estos nematodos
pueden ofrecer una alternativa no tóxica a tratamientos de suelo para programas de control de
la mosca de la fruta del Mediterráneo (Lindegren et al., 1990).
Recientemente, Lezama et al., (1996) reportaron la susceptibilidad del tercer estadio de larvas
de A. ludens en condiciones de laboratorio, a las especies de nematodos entornopatógenos S.
carpocapsae, S. feltiae, S. glaseri, S. riobravis y H. bacteriophora, a la concentración de
4,000 juveniles infectivos/larva Los porcentajes de mortalidad, 12 días después de la
exposición, keron 90% con las especies S. riobravis y S. carpocapsae All; 80% con H.
bacteriophora NC y S. feltiae; 52.5% con H. bacteriophora Tecomán y S. glaseri. Los
resultados sugieren que S. riobravis y S. carpocapsae tienen potencial como agentes de control
biológico en contra de A. ludens.
66
Los antecedentes de investigación arriba citados muestran que la producción en los trópicos de
América y el problema de moscas de la fruta han sido estudiados a través de una serie de
factores diversos, entre ellos la aplicación de productos químicos, los parasitoides y la
producción masiva de moscas estériles. Las medidas fitosanitarias y disposiciones legales que
se utilizan, para el control de moscas de la fruta no han logrado disminuir la problemática de
esta plaga en los trópicos. Se requiere que los plaguicidas presenten características de eficacia,
no residuales ni cancerígenos, sin riesgos a la salud humana o efectos deletéreos.
Los parasitoides, regulan solamente un 30% en las especies de Anastrepha, y las moscas
estériles sólo se producen en la especie A. ludens (en su mayoría), en pocas cantidades de A.
oblicua; otro aspecto es que tampoco se liberan en todas las zonas infestadas por moscas de la
fruta en el país, ni en las cantidades y regularidad deséadas; además, el resto de las especies
presentes en esas regiones, no son reguladas por esta técnica.
Lo anterior obliga a que se tenga que implementar un programa de aspersión en los árboles a
base de productos químicos, con el fin de bajar los niveles de población de la plaga en el
huerto, y reducir así el porcentaje de frutos infestados o dañados por las larvas, durante la
etapa de fructificación y cosecha, y por ende que los frutos sean sometidos a un tratamiento
hidrotérmico a fin de poder ser destinados para la exportación.
Se observa que los microorganismos patógenos han sido poco investigados, como agentes de
control biológico de las moscas de la fruta, tal es el caso de nematodos entornopatógenos, de la
bacteria B. thuringiensis y de hongos entornopatógenos, no obstante el potencial que presentan
como agentes de control biológico para otras plagas y su uso actual, que tienen en algunos
67
países para este fin. En el caso de los nematodos entornopatógenos el grado de avance es
menor aún, pues sólo aparece un documento que trata sobre el problema de A. ludens.
Por lo anterior, el propósito de este trabajo es analizar el efecto de especies y concentración de
nematodos entornopatógenos, sobre la mortalidad en larvas de la mosca mexicana de la fruta.
Esta investigación puede proveer alternativas al problema de suprimir en gran medida las
infestaciones de mosca que se presentan de campo, para:
- Conocer la eficacia de las especies y cepas, para seleccionar la que tenga más probabilidad
de éxito, en caso de que se utilice como agente de control biológico contra la mosca
mexicana de la fruta, Anastrepha ludens.
- Conocer la respuesta de mortalidad de larvas de A. ludens bajo el efecto de diferentes
concentraciones de nematodos entornopatógenos.
- Proporcionar las bases para investigaciones posteriores, bajo condiciones de invernadero y
campo, con el objeto de desarrollar una alternativa para el control biológico de A. ludens
dentro de un manejo integrado de plagas, que involucre las estrategias disponibles.
68
Una descripción de todos los materiales y métodos utilizados, está más allá del alcance de este
trabajo, solo algunos de los más relevantes se describen abajo..
3.1 Lugar de experimentación
El presente trabajo se llevó a cabo en el Laboratorio de Control Biológico de la Facultad de
Ciencias Biológicas y Agropecuarias (FCBA), de la Universidad de Colima, Campus Tecomán,
localizado en el Crucero de Tecomán, en el km 260 de la carretera Jiquilpan -Manzanillo,
durante el período 16 de Agosto de 1996 al 3 1 de Julio de 1998.
3.2 El insecto plaga
En los experimentos se utilizaron larvas del tercer estadio de la mosca mexicana de la fruta
Anastrepha ludens, que fueron proporcionadas por el Laboratorio de Producción Masiva de
Moscas de la Fruta (MOSCAFRUT), ubicado en Metapa de Domínguez, Chiapas, México.
3.3 Multiplicación de Galleria mellonella
Cuando una técnica específica es mencionada en el texto, la referencia correspondiente
proporciona los detalles del estudio.
Las larvas de G. mellonella se obtuvieron de apiarios del municipio de Tecomán, Colima para
su reproducción en laboratorio. El método para la cría de de G. mellonella ha sido utilizado y
citado por Akhurst y Bedding (1978); Woodring y Kaya (1988) debido a su gran disponibilidad
y por ser un excelente hospedero altamente susceptible a los nematodos entornopatógenos
(Akhurst y Bedding, 1978; Woodring y Kaya, 1988; Monis et al., 1990; Campbell y Gaugler,
1993; Ehlers y Gerwien, 1993; Georgis y Manweiler, 1994).
6 9
3 MATERIALES Y METODOS
Las larvas se seleccionaron por tamaños de acuerdo a sus estadios, y grupos de 40 larvas se
colocaron en frascos de vidrio de 500 mL, con tapa perforada. Cada frasco contenia 11 5 g de
dieta semisintética y tres trozos de cera estampada de 3 x 7 cm (ancho y largo respectivamente)
como sustrato de alimentación de las larvas y de oviposición de los adultos respectivamente;
los frascos con las larvas fueron incubados hasta la emergencia de los adultos a-30 ±1ºC. La
dieta empleada fue la propuesta por Woodring y Kaya (1988), con las siguientes
modificaciones: se agregó polen de abeja y una mezcla de vitaminas de uso veterinario, como
suplemento (Cuadro 4). Los ingredientes y cantidades se muestran en el Cuadro 5.
Cuadro 4 Composición de la fuente de vitaminas utilizadas en la dieta de larvas de G.mellonella
Composición Cantidadvitamina a pahnitato 156.250 U.Ivitamina d 3 150, 000 U.I.vitamina e 36 U.I.riboflavina 88 mgac ido d - pan to t én i co 1 60 mgn i ac ina 3 60 mgc ianocoba lamina 0 .5 mgtiamina clorhidrato 18.7 mgmenad iona b i su l f i t o 1 9 .2 mga c i d o f ó l i c o 3 . 0 m gsacarosa C.S.O. 100 g
Vitaminas Geymix plus (Ciba Geigy).
Los trozos de cera con las oviposturas fueron retiradas de los fiascos de oviposición y se
colocaron en otros con dieta, para la posterior emergencia de larvas. Las larvas del último
estadio se desarrollaron en 4 - 5 semanas, y eran de 1.5 - 2 cm de longitud. Esta técnica tiene
la ventaja de producir grandes cantidades de larvas con relativa facilidad en laboratorio, de
edades uniformes. La colecta de oviposturas se realizó cada ocho días.
70
Cuadro 5 Ingredientes que se en la dieta para el cultivo de G. mellonellautilizamn
Ingredientes Cantidadagua destilada 100 mLmiel de abeja 100 mLglicerina 100 mLvitaminas geymix plus 5 ggermen de trigo 1,200 mLpolen de abeja 200 g -
Woodring y Kaya, (1988).
3.4 Los nematodos entornopatógenos (NEPs)
3.4.1 Procedencia
Los estados juveniles infectivos de S. riobravis; S. carpocapsae cepa All; S. feltiae cepa
Florida y S. glaseri cepa NC, fueron obtenidos por cortesía de Harry K. Kaya, Univ. Calif.,
Davis, y H. megidis fue proporcionado por Grover C. Smart, Univ. Florida, Gainesville, Fla.,Gainesville,
mismos que forman parte de la Colección de Nematodos Entornopatógenos de la FCBA, de la
Universidad de Colima.
3.4.2 Multiplicación de nematodos entornopatógenos
Para la producción en masa de los nematodos, se seleccionaron larvas de quinto estadio de G.
mellonella, siguiendo la técnica de Dutky et al., (1964). Esta técnica tiene la ventaja de
producir gran número de juveniles infectivos y permite la obtención de cantidades suficientes
para experimentos en laboratorio.
Para lo anterior, se utilizaron cajas de Petri de 10x100 mm de altura y diámetro
respectivamente, en cuyo fondo se les colocó una capa doble de papel filtro (Whatman No. 2).
En cada caja se depositaron 50 larvas de G. mellonella y 1,000 juveniles infectivos
aproximadamente suspendidos en 1 mL. de agua destilada desionizada; esto se hizo para cada
71
especie de nematodo. Las cajas de Petri con las larvas inoculadas se sellaron con cinta adhesiva
y se incubaron por 120 horas a 25±1 ºC a una humedad relativa de 90%, para luego separar las
larvas muertas por nematodos.
Cinco a siete días después de’la infección, las larvas infectadas se lavaron en una solución al
0.1% de formaldehído para evitar la contaminación y tres veces en agua destilada estéril;
posteriormente se colocaron en trampas de White (White, 1927), para la incubación,
reproducción y formación de progenie de los nematodos dentro de las larvas, para la posterior
recolección de los nuevos juveniles infectivos después de abandonar el cadáver (Woodring y
Kaya, 1988).
Las trampas de White estuvieron formadas por tapas de cajas de Petri 10x1OO mm de altura y
diámetro respectivamente, invertidas, con una capa doble de papel filtro encima de las tapas,
dentro de charolas de plástico de 13x12x4 cm de largo, ancho y alto, respectivamente, a las
cuales se les agregaron 70 mL de una solución de formaldehído al 0. 1%, procurando que el
papel filtro hiciera contacto con la solución. Sobre el papel filtro se colocaron de 20 a 50 larvas
de G. mellonella muertas por nematodos. Las charolas se cubrieron con sus tapas, las cuales
tenían una perforación en el centro de 4 cm2, la perforación se cubrió con una malla de tela de
0.25 mm de abertura, con el fin de facilitar el intercambio gaseoso y prevenir la entrada de
insectos. Posteriormente, las trampas fueron incubadas a 25±1ºC (Woodring y Kaya, 1988).
Una vez que empezaron a emerger los infectivos juveniles, 10- 12 días después de la infección,
se colectaron cada 24 h y fueron almacenados en agua destilada desionizada a una temperatura
entre 10 y 15°C para las especies de Steinernema y Heterorhabditis, respectivamente, en
fiascos de tejido de cultivos de plástico de cuello inclinado de 250 mL, con sus tapaderas
72
flojas, para permitir la circulación de aire. La densidad de la suspensión en el almacenaje fue
inferior a 5,000 juveniles/ mL en todos los casos. La suspensión de nematodos fue almacenada
hasta su utilización (Beavers y Calkins, 1984; Woodring y Kaya, 1988; Lindegren, 1990).
3.4.3 Cuantificación de nematodos
Para la cuantificación de los nematodos se utilizó el método de conteo, propuesto por
Woodring y Kaya (1988), el cual permite determinar diluciones de concentraciones requeridas
a partir de una concentración determinada. Para lo anterior se tomó 1 mL de la suspensión
almacenada u original, para formar una dilución 1:100 en agua destilada estéril,
homogenizándola manualmente por 30 segundos. De esta dilución se tomó 1 m y se colocó
en una caja de Petri de 10x60 mm de altura y diámetro, respectivamente, para realizar el conteo
de los juveniles infectivos vivos (móviles), con el auxilio de un microscopio estereoscópico.
Alternativamente, 1 mL de suspensión se extendió sobre 4 - 5 cajas de Petri para llegar a un
número promedio. Para comprobar el grado de precisión, en algunas ocasiones se hizo más de
una dilución a partir de la suspensión original, y/o la dilución a la que se le practicó el conteo se
diluyó aún mas y se volvió a contar. Lo anterior se realizó para cada concentración en las
diferentes especies de nematodos.
Para determinar la concentración se utilizó la siguiente fórmula:
A= DxC en donde;
B
A - mililitros de suspensión de la concentración que se tomará para la nueva dilución, es decir,
la suspensión a ser diluida,
73
B = número de nematodos/mL en la suspensión a ser diluida
C = volúmen final, en mililitros, de la nueva dilución,
D = concentración deseada en la nueva dilución,
C- A = mililitros de agua a ser agregados para hacer la nueva dilución.
3.5 Establecimiento de los experimentos
Con el fin de determinar el efecto de las concentraciones y la virulencia de las especies de
nematodos entomopatógenos S. riobravis, S. carpocapsae, S. feltiae, S. ghseri y H. megidis,
en larvas del tercer estadio de A. ludens, grupos de 100 larvas fueron expuestos a diferentes
concentraciones, siguiendo la metodología propuesta por Lindegren y Vail(1986).
Para lo anterior, se utilizaron macetas de plástico de 1;OOO mL (13 cm altura, 11 y 9 cm de
diámetro en la parte superior e inferior, respectivamente), con 300 mL de suelo esterilizado y
tamizado, humedecido con 15 mL de agua destilada estéril, mezclando éstos uniformemente. A
cada maceta se le agregó 1 mL de suspensión de nematodos y cien larvas. Una maceta
adicional fue utilizada para determinar las características físico químicas y su humedad,
siguiendo el método estandarizado propuesto por Lindegren y Vail (1986). El suelo fue
analizado en el laboratorio de suelos de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de
la Universidad de Colima (Cuadro 6).
Para cada especie de nematodo, se prepararon cinco concentraciones (0, 1,000, 2,000, 3,000,
4,000 y 5,000 nematodos/mL). Cada concentración constituyó un tratamiento, por lo que cada
experimento estuvo formado por seis tratamientos y cuatro repeticiones; cada repetición estuvo
formada por una maceta con 100 larvas, lo que corresponde de 10 a 50 nematodos por larva,
74
Cuadro 6 Análisis físico químico del suelo utilizado en el experimento
Determinación ValorespH (1:2) 7.37pH (extracto) 7.11C.E. (mmhoms/) cm) 0.24M.O. (%) - 1.16Nitrógeno (%) 0.05F ó s f o r o (Morgan) . pobrePotasio (Morgan) muy pobreCalcio (Morgan) muy pobreArcilla (%) 4.84Limo (%) 19.28Arena (%) 75.88Textura arena migajonosa
Laboratorio de Suelos de la FCBA. 1998.
entre la primera y última concentración utilizada, o de 3 1 a 156 nematodos/ cm2; lo anterior
tomando como base las CL50 de 38 nematodos/cm2 de S. feltiae para C. capitata reportado por
Lindegren et al., (1990), y a los resultados previos obtenidos por Lezama et al., (1996),
quienes aplicaron una concentración de 4,000 nematodos/maceta, de algunas especies de
nematodos para el control de A. ludens. Después de la adición de las larvas, las macetas fueron
cubiertas con su tapa de plástico y se incubaron por 24 días a 25±1ºC con una humedad
relativa de 80%.
3.6 Variables
A los 6, 12 y 24 días, después de la exposición inicial de las larvas a los nematodos, se
determinó la mortalidad de las larvas por nematodos; para ésto, el suelo de cada una de las
macetas fue tamizado en mallas metálicas de 1 mm de abertura, y las larvas y pupas muertas
fueron colectadas de cada una de las macetas y examinadas bajo un microscopio
estereoscópico. Los insectos infectados se reconocieron por su apariencia, pues frecuentemente
eran flácidos y cambiaron su color a naranja, amarillo café o negro (esteinememátidos) o un
75
café rojizo a rojo ladrillo; púrpura, naranja o algunas veces verde (heterorhabditidos) (Kaya,
1993A); los tejidos internos se desintegraron en una masa de consistencia gomosa. Los tejidos
larvales infectados por H. megidis fueron mucho más gomosos que los tejidos infectados por
Steinemema (Lindegren y Vail, 1986; Woodring y Kaya, 1988; Alatorre y Kaya, 1990;
Alatorre y Kaya, 1991; Kaya, 1993a). Las pupas con tejidos blancos translúcidos de los adultos
en desarrollo, se consideraron no parasitadas; los tejidos de pupas parasitadas fueron amarillo
cafés y generalmente contenían adultos en desarrollo de S. feltiae (Lindegren y Vail, 1986).
Las pupas que a los seis y 12 días después de la exposición de las larvas a los nematodos no
presentaban síntomas de infección, fueron regresadas a las macetas en una caja de Petri con una
capa doble de papel filtro humedecida con agua destilada estéril, con el fin de inspeccionarlas
de nueva cuenta a los 24 días, para observar de nuevo, la posterior aparición de síntomas y
registrar el número de adultos emergidos de A. ludens en cada repetición y tratamiento.
3.7 Diseño experimental
Cada experimento fue realizado con base en los lineamientos del diseño completamente al azar,
constituido por seis tratamientos. Cada tratamiento, incluyendo el testigo, estuvo formado por
cada una de las concentraciónes de nematodos, con cuatro repeticiones. En total se realizaron
cinco experimentos; cada uno de los cuales correspondió a una especie de nematodo.
3.8 Análisis estadístico
Los datos experimentales, expresados en porcentajes de mortalidad fueron sometidos a un
análisis de varianza y prueba de Duncan al 95% de confianza; utilizando el paquete estadístico
SAS (SAS Institute, 1985), separando el efecto de especies y concentraciones de trematodos
(Lindegren y Vail, 1986; Lindegren et al., 1990).
76
Del mismo modo, con el propósito de determinar las concentraciones letales de la especie o
especies que resultaron más virulentas, los porcentajes de mortalidad obtenidos con las
diferentes concentraciones de cada especie de nematodo, en el que la mortalidad obtenida fue
superior al 50%, fueron sometidas a un análisis Probit correlacionando el logaritmo de las
concentraciones y el Probit del porcentaje de mortalidad total acumulada a los 24 días (larvas y
pupas), para determinar las concentraciones letales 10, 50 y 90% de cada especie de nematodo
(Woodring y Kaya, 1988).
77
4 RESULTADOS
4.1 Efecto de concentraciones de los nematodos entornopatógenos S. carpocapsae, S.
glaseri, S. feltiae, H. megidis y S. riobravis sobre la mortalidad en larvas del tercer
estadio de A. ludens
Se encontró que las concentraciones evaluadas causaron diferencias altamente significativas en
la mortalidad, de acuerdo a la concentración en larvas del tercer estadio de A. ludens en forma
general. Del mismo modo, se encontraron diferencias estadísticas entre los porcentajes de
mortalidad causadas en las diferentes concentraciones con cada una de las especies de
nematodos evaluados (Cuadro 7).
Cuadro 7. Valores de F calculada y P>F de los anaálisis de varianza de las diferentesconcentraciones de especies de nematodos en larvas de A. ludens
Factor de estudio G L Suma de Cuadrados Fc P>F
S. carpocapsaecuadrados medios
4 1562.2 390.6 10.6 0.0003S . G l a s e r i 4 3 2 3 9 . 3 8 0 9 . 8 5 . 7 4 0 . 0 0 5 2S. feltiae 4 3563.3 890.8 4.32 0.0160H. megidis 4 2361.5 590.8 19.16 0.000 1S. riobravis 4 1025.3 256.3 3.4 0.0359Especies 4 14288.9 3572.2 25.84 0.0001Concentraciones 4 6523GL = Grados de libertad. FCBA, 1998.
1630.8 11.8 0.0001
La prueba de separación de medias mostró que existe una gradación entre las cinco
concentraciones evahadas. Las concentraciones de 5,000 y 4,000 Juveniles Infectivos (JIs),
con porcentajes de mortalidad de 49 y 41% fueron iguales entre sí. El mismo fenómeno
sucedió con las concentraciones de 4,000 y 3,000 I con 41 y 36% de mortalidad
respectivamente; de la misma manera se observó una igualdad estadística con las
78
concentraciones de 3,000 y 2,000, con mortalidades de 36 y 29%, y con las concentraciones de
2,000 y 1,000 JIs, con mortalidades de 29 y 27%, respectivamente. El porcentaje de mortalidad
más alto en la mosca mexicana de la fruta, debido a Steinemematidae y Heterorhabditidae se
presentó en las concentraciones de 5,000 y 4,000 (Figura 3).
Figura 3. Porcentajes de mortalidad en larvas de A. iu&ns a difhentes concentraciones deespecies y cepas de nematodos (Steinemematidae y Heterorhabditidae)
79
4.1.1 Efecto de las concentraciones de cada una de las diferentes especies de
nematodos sobre la mortalidad en A. ludens
Las cinco concentraciones evaluadas de JIs en las diferentes especies y cepas de nematodos,
infectaron al hospedero en el tercer estadio larval. La mayoría de las larvas inoculadas
presentaron los signos de infección por nematodos en el estado de pupa.
4.1.1.1 Efecto de las concentraciones de S. carpocapsae sobre la mortalidad en larvas de
A. ludens
Los porcentajes de mortalidad en las larvas del tercer estadio de A. ludens acumulada a los 24
días debido al nematodo S. carpocapsae mostraron un rango de mortalidad comprendido entre
16 y 40%. La prueba de separación de medias mostró dos niveles de significancia; el primero,
constituido por la concentración de 4,000, con 40% de mortalidad; el segundo lo formaron las
concentraciones de 5,000 y 3,000 JIs con mortalidades de 30 y 24%, respectivamente; este
nivel comparte igualdad estadística con las concentraciones de 2,000 y 1,000 con mortalidades
de 17 y 16% respectivamente. De los cinco tratamientos, el mas sobresaliente por la mortalidad
que causó fue el de la concentración de 4,000 JIs (Figura 4).
4.1.1.2 Efecto de las concentraciones de S. glaseri sobre la mortalidad en larvas de A.ludens
Los porcentajes de mortalidad acumulada en las larvas del tercer estadio de A. ludens bajo el
efecto de diferentes concentraciones de la especie S. glaseri presentaron un rango comprendido
entre 38 y 75%. La prueba de separación de medias indicó que existe una gradación entre las
cinco concentraciones. Las cantidades de 5,000 y 4,000 JIs con mortalidades de 75 y 59%,
respectivamente, comparten igualdad estadística; el mismo fenómeno sucedió con las
80
concentraciones de 4,000 y 3,000 JIs (59 y 55% de mortalidad), 3,000 y 2,000 (55 y 44%) y
con las concentraciones de 2,000 y 1,000 (44 y 38%) de mortalidades, respectivamente. El
porcentaje de mortalidad más alto en la mosca mexicana de la fiuta debido a S. glaseri se
presentó con las concentraciones de 5,000 y 4,000 nematodos (Figura 5).
Figura 4. Porcentajes de mortalidad a 24 días de exposición en larvas de A. ludens debido acinco concentraciones de JIs de S. carpocasae
81
Figura 5. Porcentajes de mortalidad en larvas de A. ludens ante cinco concentraciones de JIs deS. galseri
4.1.1.3 Efecto de las concentraciones de S. feltiae sobre la mortalidad en larvas de A.
ludens
Las diferentes concentraciones de S. feltiae presentaron un rango de mortalidad comprendido
entre 14 y 51%. La prueba de separación de medias indicó que las concentraciones de 1,000,
2,000, 3,000 y 4,000 JIs con mortalidades comprendidas en un rango de 13.5 a 33%, son
iguales entre sí; del mismo modo, las concentraciones de 4,000 y 5,000 con 33 y 51% de
82
mortalidades respectivamente, comparten igualdad estadística. El porcentaje de mortalidad más
alto en larvas de la mosca mexicana de la fruta debido a S. feltiae se presentó en las
concentraciones de 4,000 y 5,000 JIs (Figura 6).
.
Figura 6. Porcentajes de mortalidad en larvas de A. ludens ante cinco concentraciones de Js deS. feltiae
83
4.1.1.4 Efecto de las concentraciones de H. megidis sobre la mortalidad en larvas de A.
ludens
Las diferentes concentraciones de H. megidis produjeron un rango de mortalidad comprendido
entre 13.5 y 42%; la prueba de separación de medias indicó que las concentraciones de 4,000 y
5,000 Jis con mortalidades de 42 y 38% respectivamente, son iguales entre sí el mismo
fenómeno sucedió con las concentraciones de 2,000 y 3,000, con mortalidades de 20 y 24.5%.
Además, las concentraciones de 1,000 y 2,000, con 13.5 y 20% de mortalidad, compartieron
igualdad estadística. El porcentaje de mortalidad más alto en larvas de la mosca mexicana de la
fruta debido a H. megidis se presentó en las concentraciones de 4,000 y 5,000 Jis (Figura 7).
4.1.1.5 Efecto de las concentraciones de S. riobravis sobre la mortalidad en larvas de A.
El efecto de las concentraciones de S. riobravis sobre las larvas del tercer estadio de A. ludens
mostraron un rango de mortalidad comprendido entre 33.5 y 53% a los 24 días de exposición.
La prueba de separación de medias mostró que las concentraciones 1,000, 2,000, 3,000 y 5,000
Jis, con mortalidades que van del 48 al 53%, son iguales entre sí; la concentración de 4,000 JIs
produjo una mortalidad de 34%. El porcentaje de mortalidad más alto en larvas de la mosca
mexicana de la fruta debido a S. riobravis se obtuvo con cuatro de las cinco concentraciones de
JIs (Figura 8).
ludens
84
:’
Figura 7. Porcentajes de mortalidad en larvas de A. ludens ante cinco concentraciones de JIs deH. megidis
85
:’
:’
:
Figura 8. Porcentajes de mortalidad de A. l udens ante cinco concentraciones de JIs de S.riobravis
86
4.2 Virulencia de las especies de nematodos entornopatógenos en larvas del tercer estadio
de A. ludens
Los porcentajes de mortalidad obtenidos con cada una de las especies de Steinemematidae y
Heterorhabditidae sometidos a análisis de varianza, indicaron diferencias en la virulencia entre
las diferentes especies de nematodos (Cuadro 7). La prueba de medias separó- ésta en dos
niveles de significación; las especies S. glaseri y S. riobravis formaron el primer nivel, y fueron
las más virulentas, con 54.10 y 47.35% respectivamente; el segundo nivel estuvo formado por
las especies H. megidis, S. feltiae y S. carpocapsae con 27.75, 27.40 y 25.20%,
respectivamente (Cuadro 8) (Figura 9).
Cuadro 8. Porcentajes de mortalidad de larvas de A. ludens causados por especies denematodos entomapatógenos
Nematodo (cepa) % mortalidad totalS. glaseri 54.10 aS. riobravis 47.35 aH. megidis
27.75 bS. feltiae (Florida) 27.40 bS. carpocapsae (All) 25.20 btestigo (sin nematodos) 0.00 c
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes. FCBA, 1998.
4.3 Concentraciones letales 10, 50 y 90% (CL10, CL50, CL90) del nematodo
entornopatógeno S. glaseri
En la Figura 9 se observa que solamente la especie S. glaseri causó una mortalidad promedio
superior al 50% entre las cinco especies de nematodos. En la Figura 5 se muestran los
porcentajes de mortalidad en larvas de A. ludens con las diferentes concentraciones de este
nematodo, en donde se puede detectar que existe una relación positiva entre la concentración y
la mortalidad; variando desde un 38 hasta un 75% a la concentración más baja y alta,
87
respectivamente. Por lo anterior, únicamente fue posible determinar las concentraciones letales
10, 50 y 90% (CL10, CL50, CL90) con este nematodo.
Especie de nematodo
Figura 9. Porcentajes de mortalidad en larvas de A. ludens con diferentes especies y cepas denematodos entomopatógenos
Los porcentajes de mortalidad obtenidos en las diferentes concentraciones de S. glaseri, fueron
sometidos al análisis Probit para determinar la concentración letal de este nematodo, como una
88
forma de evaluar su virulencia. Este análisis nos dió una CL50 igual a 21.301 nematodoshrva
de A. ludens (Cuadro 9).
Cuadro 9. Concentraciones letales del nematodo entomopatógeno S. glaseri en larvas de A.l u d e n s .
Concentración l ValoresCL10 1.945
Intervalo de confianza 95% 0.724 - 5.224CL50 21.301
Intervalo de confianza 95% 17.045- 26.62CL90 233.292
Intervalo de confianza 95% 100.21- 543.11Ecuación Y= 1.25X + 0.84X2 5% 7.815X2 calculada 4.378
* Concentraciones: 10, 20, 30, 40, y 50 nematodos/larva 100 larvas en por maceta.,
FCBA, 1998.
89
Los resultados obtenidos permitieron observar que las especies de nematodos en sus diferentes
concentraciones, presentaron patogenicidad en larvas del tercer estadio de la mosca mexicana
de la fruta A. Iudens.
Estos agentes de control biológico ofrecen grandes beneficios, porque son patógenos obligados
en la naturaleza, y constituyen una alternativa para el desarrollo de una agricultura sustentable,
si se les incorpora dentro de un programa de manejo integrado de la plaga (Aluja et al., 1990;
McDonald et al., 1993; Konway, 1996; Murdoch, 1996), los cuales minimizan el impacto sobre
la salud humana y el ambiente (Georgis y Poinar, 1989; Ehler, 1990a; Pimentel et al., 1991;
Pimentel et al., 1992; McDonald et al., 1993; Lacey y ,Goettel, 1995; Pimentel, 1995); entre
SUS bondades (Poinar, 1979; Gaugler, 1988; Woodring y Kaya, 1988; Georgis y Poinar, 1989;
Akhurst, 1990; Gaugler y Kaya, 1990; Kaya, 1990a; Georgis et al., 199 1; Georgis, 1992;
Kaya, 1993a; Kaya, 1993b; Kaya y Gaugler, 1993; Georgis y Manweiler, 1994; Boemare et al.,
1996) destaca el que no presentan riesgos en cuanto a toxicidad, alergenicidad, oncogenicidad
y teratogenicidad (Ehlers y Hokkanen, 1996) por un lado; y por otro, su uso no induce al
desarrollo de resistencia en la plaga (Georgis y Poinar, 1989; Poinar, 1990; Pimentel et al.,
1991; Pimentel et al., 1992; Aluja, 1993a; Lebeck et al., 1993; Lacey y Goettel, 1995).
Se encontró que todas las concentraciones de nematodos evaluadas, causaron mortalidad en
larvas del tercer estadio de A. ludens Los porcentajes de mortalidad manifestaron una
tendencia a aumentar en la medida en que las concentraciones se incrementaron y las dos
concentraciones más altas, destacaron por provocar porcentajes de mortalidad más elevados.
90
5. DISCUSIÓN
Estadísticamente se encontró que existen diferencias en los porcentajes de mortalidad de la
mosca de la fruta, dependiendo de la concentración de nematodos que se utilice, al parecer, sin
importar la especie utilizada, puesto que el rango de mortalidad varió entre 26.5 al 49% en las
concentraciones de 1,000, 2,000, 3,000, 4,000 y 5,000 nematodos/maceta (Figura 4).
Si cada maceta contenía 100 larvas, la cantidad de nematodos por larva fue de 10; 20, 30, 40 y
50 nematodos/larva, respectivamente. Resultados similares fueron reportados por Lindegren y
Vail (1986). Sin embargo, al establecer una relación entre las concentraciones de 10 y 50
nematodoshva, que se aplicaron en este estudio, con las utilizadas por Lindegren y Vail
(1986), de 50 y 5,000 JIs/larva (concentración baja y alta, respectivamente); se tiene que, en
este estudio la concentración baja corresponde a la quinta parte de la concentración utilizada
por Lindegren y Vail(1986), y a una centésima de la concentración alta a la utilizada por ellos.
De lo anterior se desprenden las siguientes observaciones: la primera es que, con la proporción
de un nematodo/larva, se obtuvieron porcentajes de mortalidad de 16% con S. carpocapsae; de
38% con S. glaseri; 14% con S. feltiae y H. megidis; y 34% con S. riobravis. Lindegren y Vail
(1986), con la concentración más baja (50 nematodoshva) de S. feltiae en larvas de C.
capitata, reportan 9% de mortalidad; en D. dorsalis, 9% y en D. cucurbitae 0%.
Con la proporción de 50 nematodoshva, utilizada en este estudio, se obtuvieron porcentajes
de mortalidad de 40% con S. carpocapsae; de 75% con S. glaseri; de 5 1% con S. feltiae; de
42% con H. megidis y de 53% con S. riobravis; en cambio, Lindegren y Vail (1986), reportan
estas mortalidades con la concentración de 1,500 JIs/larva en C. capitata, D. dorsalis y D.
cucurbitae. No obstante, estos autores lograron separar diferencias en virulencia de S. feltiae
entre C. capitara. D. dorsalis y D. cuctrrbitae, encontrando más sensible a C. capitata.
91
Nuestros resultados sugieren que A. ludens es más sensible a la infección por esta especie de
nematodo, incluso más que C. capitata.
De acuerdo con los resultados obtenidos, se observa que con una concentración de 50
JIs/larva, se alcanzan mortalidades hasta de +5 1% con S. feltiae; mientras que Lindegren y Vail
(1986), reportan mortalidades de 9% con la concentración de 500 JIs/larva en C. capitata y D.
dorsalis, y 0% en Ll cucurbitae. Estos hallazgos permiten el planteamiento de dos
interrogantes: una es de que si la especie S. feltiae es más virulenta en larvas de A. ludens que
en C. capitata, D. dorsalis y D. cucurbitae; la segunda es, que si A. ludens es más sensible al
ataque de este nematodo. Lo que se presenta como una realidad es que en A. ludens con
cualquiera de las especies evaluadas, se obtienen altas mortalidades con la utilización de bajas
concentraciones.
Los resultados obtenidos en esta investigación, confirman lo reportado por Lezama et al.,
(1996), respecto a la susceptibilidad de larvas de A. ludens. con diferentes especies de
nematodos entornopatógenos de las familias Steinernematidae y Heterorhabditidae. Sin
embargo, Lezama y colaboradores no evaluaron el efecto de las diferentes concentraciones de
cada una de las especies de nematodos sobre la mortalidad de A. ludens.
De lo anterior se desprende que el uso de nematodos entornopatógenos en el control biológico
de A.. ludens puede ser una alternativa viable y económica, pues se requeriría utilizar bajas
cantidades de nematodos, tal como ha sido recomendado (Cantelo y Nickle, 1992; Lewis et al.,
1992; Campbell y Gaugler, 1993; Grewal et al., 1993; Chyzic et al., 1996).
Por otro lado, es necesario señalar que ninguna de las especies y cepas de nematodos utilizadas
en esta investigación, fueron aisladas a partir de dípteros; por lo que la patogenicidad y
92
virulencia demostrada por los nematodos entornopatógenos en A. ludens, confirma lo
registrado por varios autores, en el sentido de que los nematodos tienen un rango de
hospederos amplio que comprende a casi todos los ordenes y familias de insectos (Poinar,
1979; Woodring y Kaya, 1988; Georgis y Poinar, 1989; Akhurst, 1990; Gaugler y Kaya, 1990;
Kaya, 1990a; Georgis, 1992; Kaya y Gaugler, 1993; Kaya, 1993a; Kaya 1993b; Boemare et
uf., 1996). Además, es interesante subrayar que de 128 especies de insectos que se han
examinado en condiciones de laboratorio para su control biológico, sólo 28 especies, la
mayoría incluidos dentro del orden Diptera, se encontró que fueron resistentes a cepas de S.
carpocapsae (Boemare et al., 1996).
Existen muchos trabajos que se han realizado con el fin de encontrar la especie o cepa de
nematodo que resulte más virulenta en contra de una plaga en particular (Poinar et al., 1977;
Poinar y Hislop, 1981; Beavers y Calkins, 1984; Lindegren y Vail, 1986; Agudelo- Silva et al.,
1987; Lindegren, 1990; Lindegren et al., 1990; Akhurst et al., 1992; Hara et al., 1993; Baur et
al., 1995; Cabanillas y Raulston, 1996a; Cabanillas y Raulston, 1996b; Lezama et al., 1996);
por tanto, si se considera la evaluación de algunas cepas y especies de nematodos en larvas del
tercer estadio de A. ludens realizada en esta investigación, se puede recomendar a las especies
S. glaseri y S. riobravis, como excelentes candidatos para el control biológico de la mosca
mexicana de la fruta.
Algunas experiencias de evaluación de nematodos entornopatógenos para el control de dípteros
han sido realizadas. Richardson y Grewal (1991) al efectuar el control de la mosca sciárida,
utilizaron 10.8 x 106 JIs de S. feltiae por M2 en el área de cosecha, y lograron reducir la
población de L. auripila. Grewal y Richardson (1993), encontraron que 2.7 x 106 JLs/m2 de S
93
feltiae causaron una reducción de 84% de L. auripila; para estos autores, la aplicación de 3 x
106 JIs/charola de S. feltiae (5.4 x 106/m2) representó un control económico y efectivo; sin
embargo, los porcentajes de aplicación por arriba de 6 x 106 JIs, no reportó ningún beneficio
adicional para el control de la mosca.
Por otro lado, en esta investigación fue posible evaluar la patogenicidad de las cinco especies
de nematodos, separada en dos niveles de significación estadística; el primero lo constituyeron
las especies S. I glaseri y S. riobravis; el segundo las especies S. feltiae, H. megidis y S.
carpocapsae. Sin embargo, estos resultados difieren con los reportados por Lezama et al.,
(1996), pues ellos encontraron que riobravis, S. carpocapsae y S. feltiae fueron los más
sobresalientes, seguidos por S. glaseri, que no tuvo diferencias con S. feltiae, evaluados con 40
JIs/larva
En las especies S. glaseri, S. feltiae, H. megidis y S. carpocapsae se observó una relación
directamente proporcional, pues a medida que aumentaron las concentraciones de nematodos
infectivos, se incrementó la mortalidad en larvas de la mosca mexicana de la fruta; sin embargo,
en H. megidis y S. carpocapsae, esta relación se manifestó de la concentración 1,000 a la 4,000
JIS, a partir de la cual declinó la mortalidad; en la especie S. riobravis, sólo hubo una diferencia
de 5% en los porcentajes de mortalidad, en las concentraciones de 1,000 a 3,000 nematodos
infectivos, y empezó a declinar a partir de la concentración de 4,000 no obstante,
solamente en S. riobravis y H. megidis se manifestaron diferencias significativas entre las
diferentes concentraciones.
El hecho de que la relación directa entre la concentración-mortalidad se haya manifestado en
las concentraciones bajas, y el declive presentado en la concentración alta, puede deberse a que
94
los nematodos infectivos tienen la tendencia a agruparse, o al hecho de que se enquistan, tal
como lo hace S. carpocapsae (Kaya, 1990b). De esta manera, la agregación puede reducir la
infección de hospederos y explica, en parte, los resultados obtenidos en las concentraciones
altas, diferentes a los esperados para el número de nematodos aplicados; un señalamiento
similar cita Gaugler y Kya ( 1990).
Es posible que los JIs hayan manifestado la tendencia a agregarse en la medida en que la
concentración aumentó, para así incrementar su sobrevivencia. Sin embargo, surgen las
siguientes interrogantes: ¿porqué? los nematodos permanecen agregados, cuando
presumiblemente deberían dispersarse para encontrar a su hospedero, lo que implica obtener
ventajas, entre ellas el poder reproducirse?; ¿es más ventajoso enquistarse, o permanecer
agrupado, hasta que un hospedero se mueve en las cercanías?; ¿la predisposición natural para
agruparse, y la reducción en la efectividad, consecuencia de este hacinamiento, pueden ser
superadas?; ésto habría que demostrarlo. Lo anterior indica que se debe hacer una selección
cuidadosa, de la especie de nematodo a utilizar en los programas de manejo integrado de
plagas con miras a lograr mejores posibilidades de éxito.
Casi todos los estudios que proponen a los nematodos entornopatógenos como agentes de
control biológico, han evaluado organismos plaga de manera indirecta, en términos de
prevalencia (= porcentaje de hospederos infectados), que es una aproximación a un 100% para
la mayoria de generaciones dentro de una comunidad.
Este trabajo parte de la generalidad mencionada, pero además enfoca los resultados de una
manera un tanto diferente, al analizar los datos desde el punto de vista de el número promedio
de nematodos por insecto hospedero, (=intensidad), importante para la dinámica de
95
poblaciones, a partir de la cual se podría deducir los efectos dependientes de la densidad del
nematodo en hospederos individuales, tal como el que un solo esteinernemátido es suficiente
para matar un hospedero, pero no puede ocurrir la reproducción por falta de un individuo del
sexo opuesto; o el que la exposición de hospederos a baja concentración de nematodos,
ocasione bajo porcentaje de mortalidad debido al fenómeno de encapsulamiento por hemocitos
melanóticos que presentan los insectos hospederos. En la otra parte del extremo, el tamaño de
las hembras y el número de huevos producido por hembra, depende de la densidad de los
nematodos. Esta consideración requiere investigación adicional. Bedding (1990) cita que la
dosificación de nematodos requerida parece ser en parte proporcional a la densidad del
hospedero.
En lo referente a las bondades de S. glaseri como agente de control biológico ya se ha
demostrado por Morris y Converse (1991), Gaugler et al., (1992b), Lacey et al., (1993),
Agüuera y Gabarra, (1994), Koppenhöfer y Kaya (1995), quienes señalan que esta especie ha
demostrado ser eficiente en el control de diversas plagas. Del mismo modo, el éxito de S.
riobravis como entornopatógeno eficaz se confirmó por Lezama et al., ( 1996) en la mosca
mexicana de la fruta. Los resultados obtenidos en esta investigación amplían el conocimiento
de la patogenicidad y virulencia de esta especie de nematodo en A. ludens.
Es necesario recordar que la especie S. riobravis fue aislada originalmente del gusano del maíz,
Helicoverpa (=Heliothis) zea (Boddie) (Lepidoptera: Noctuidae), y parece estar seleccionada
de manera natural para el control biológico en plagas de lepidópteros a temperaturas extremas
(Cabanillas et al., 1994; Cabanillas y Raulston, 1996a; Cabanillas y Raulston, 1996b).
96
De la misma manera, los resultados obtenidos en esta investigación concuerdan con Beavers y
Calkins (1984), Morris (1985), Bracken (1990), Glazer y Navon (1990), Morris y Converse
(1991), Thurston et al., (1993), Thurston et al., (1994) Baur et al., (1995), Gouge y Hague
(1995), Nicolas et al., (1995), Sweeney y Gesner (1995), Lezama et al., (1996) en el sentido
de que los insectos en su estado larvario son altamente susceptibles a los nematodos
entornopatógenos Steinernematidae y Heterorhabditidae. Las diferencias en los porcentajes de
mortalidad obtenidos con las diferentes especies de nematodos pueden deberse a la
susceptibilidad particular del hospedero o a los atributos de patogenicidad manifestados por los
nematodos.
En lo que respecta a la susceptibilidad de los hospederos, se conoce que éstos han desarrollado
mecanismos de defensa en contra de los patógenos, que pueden ser morfológicos, fisiológicos y
conductuales (Gaugler, 1988; Morris et al., 1990; Gillespie et al., 1997; Gullan y Kosztarab,
1997). Los mecanismos de defensa morfológicos que pudieron influido en los diferentes
porcentajes de mortalidad encontrados en este estudio, con las diferentes especies de
nematodos, estos son: el tamaño del hospedero (Glazer et al., 1991); tegumento (Gillespie et
al., 1997) con diferentes niveles de penetración (Morris et al., 1990); las secreciones de cera
protectora (Gillespie et al., 1997); las aberturas naturales (Morris et al., 1990; Lacey et al.,
1993) que probablemente impidieron el paso de los infectivos juveniles Se hacen necesarios
más estudios para determinar si alguno de los mecanismos de defensa morfológicos señalados
tiene alguna relación con la sensibilidad del insecto o con la virulencia de los nematodos.
En lo que se refiere a mecanismos de defensa fisiológicos de los insectos, no se puede descartar
la posibilidad de que algunos JIs de las diferentes especies de nematodos hayan sido eliminados
97
durante el proceso de invasión (Gaugler, 1988; Forschler y Gardner, 1991 o en el interior del
hospedero por mecanismos fisiológicos, ya que cuando los patógenos invaden un organismo,
los hemocitos se unen a éstos y los aislan por fagocitosis, atrapándolos en agregados llamados
nódulos; pero, cuando el invasor es muy grande para ser fagocitado, es encapsulado por
múltiples capas de hemocitos y/o una capa de melanina. Existen dos tipos de encapsulación:
celular para lepidópteros y melanótica (humoral), típico para Diptera (Gillespie et al., 1997).
Puesto que A. ludens pasa una etapa de su ciclo de vida como larva en el suelo, es probable
que los tefrítidos hayan desarrollado una respuesta defensiva fuerte en contra de los nematodos
entornopatógenos; este proceso de encapsulación melanótico ha sido comprobado en el
tipúlido T. paludosa ante S. feltiae, S. affinis, S. anomali, H. zealandica y Heterorhabditis sp.
(Ehlers y Gerwien, 1993; Peters y Ehlers, 1997; Peters et al., 1997), aunque puede darse
también el fenómeno de fagocitosis (Ehlers et al., 1997). La resistencia manifestada por 28
especies de Diptera (Boemare et al., 1996), podría ser atribuido a estos mecanismos de
defensa.
Una segunda estrategia fisiológica defensiva, consiste en la inducción de síntesis de péptidos
antimicrobianos y proteínas, principalmente por el cuerpo graso; la infección en insectos
estimula una respuesta defensiva compleja, y el reconocimiento de patógenos puede ser
efectuado por proteínas del plasma, o hemocitos que restringen específicamente los
polisacáridos bacterianos (Gillespie et al., 1997); la bacteria X. bovienii de s. feltiae puede ser
removida de la hemolinfa de t. oleracea por estos mecanismos celulares (Ehlers et al., 1997).
Las larvas de la especie a. ludens manifestaron sensibilidad diferente, por lo que puede suponer
que los resultados obtenidos, se deben a una susceptibilidad diferencial a las diferentes especies
98
y subespecies de las bacterias simbiontes (Morris et al., 1990) que portan los nematodos
(Boemare et al., 1996) evaluados. Lo anterior requiere ser demostrado.
En lo que se refiere a los mecanismos de defensa conductual (Foster y Harris, 1997), ésta pudo
haber influido para evitar la infección. En el caso de larvas de la moscas de la fruta, éstas tienen
la tendencia a enterrarse en el suelo para pupar, y la profundidad a la que se entierran, depende
de la textura del suelo. Este fenómeno limita la probabilidad de contacto con los nematodos, a
pesar de que éstos pueden responder a estímulos, como moverse a través de un gradiente de
CO2 producido por las larvas, ser atraídos por las heces o por la presencia del hospedero
(Gaugler, 1988; Kaya, 1993a; Georgis y Manweiler, 1994); con ésto, pudieron haber
incrementado la dificultad de orientación de los entornopatógenos potenciales.
Si se toma en cuenta que la mosca mexicana de la fruta tuvo el mismo tiempo de exposición a
las diferentes especies de nematodos, es probable que el periodo de tiempo, que separa los
estados biológicos de larva y pupa, en el cual las larvas son vulnerables, haya sido muy corto,
reducido a unos cuantos minutos, ya que probablemente, las larvas estaban en la etapa final del
tercer estadio larval, y una característica que se observó en ellas es que tan pronto se
depositaron en el dispositivo experimental, se enterraron en suelo para prepararse a la
pupación, lo que pudo limitar el período de infección por los nematodos, lo que explica porqué
la infección se manifestó en el estado de pupa, con todas las especies de nematodos evaluados.
Las pupas son aparentemente menos susceptibles que las larvas (Morris, 1985); esto puede
deberse a que las pupas proporcionan un acceso muy limitado a la infección por nematodos.
99
Aproximadamente la mitad de las pupas revisadas, presentaron una gruesa cubierta de
partículas del suelo, la cual pudo representar un obstáculo para la infección de los nematodos,
tal como lo señala Gaugler (1988).
También existe la posibilidad de que las pupas hayan reducido al mínimo la liberación de CO2
o que los espiráculos hayan estado casi cerrados, lo cual puede ser en parte, una respuesta para
escapar a la detección y por consiguiente, evitar el parasitismo. Se conoce que muchas pupas
presentan estas estrategias, impidiendo la detección por los nematodos (Gaugler, 1988). Lo
anterior posiblemente explica los diferentes porcentajes de mortalidad con las diferentes
especies de nematodos.
Con base en lo anterior, es posible que las larvas y pupas de la mosca de la fruta pudieran
presentar estos tipos de mecanismos de defensa y que los resultados hayan estado influenciados
por estos factores; además, si se pretende realizar estos estudios aplicados en campo, los
resultados pueden ser variables. Es necesario hacer más estudios sobre el tiempo que duran los
diferentes estadios de la mosca de la fruta y sus estados fisiológicos tales como el estar sujetos
a estrés, falta de alimento, hacinamiento, entre otros.
Por otro lado, se conoce que la conducta de los nematodos es muy variable, pues mientras
algunos permanecen el sitio de aplicación, otros tienen pocas habilidades de migración, o para
encontrar y penetrar al hospedero (Georgis y Poinar, 1983a; Gaugler, 1988; Akhurst y
Boemare, 1990; Kaya 1990b; Morris et al., 1990; Alm. el al., 1992; Lewis et al., 1992; Lewis
et al., 1993; Georgis y Manweiler, 1994; Koppenhöfer et al., 1995; Lacey y Goettel, 1995;
Downes y Griffin, 1996; Ehlers y Hokkanen, 1996).
Los JLs tienen dos estrategias de búsqueda y selección de su hospedero, unos conocidos como
100
acechadores, que esperan al hospedero, mientras que otros, llamados cazadores (Kondo e
Ishibashi, 1986; Kaya, 1993a; Kaya y Gaugler, 1993; Lacey y Goettel, 1995). Las especies
utilizadas en este estudio tienen estos dos comportamientos; S. carpocapsae, S. feltiae y S.
riobravis son acechadores, mientras que H. megidis y S. glaseri son cazadores.
Bajo este contexto, S. glaseri tiene la capacidad de dispersión para buscar al hospedero hasta
de 90 cm en un suelo arenoso (Kaya, 1990b; Smits et al., 199 1; Campbell y Gaugler, 1993), lo
que confirió una mayor patogenicidad a S. glaserr; esta especie manifiesta diferencias con S.
carpocapsae en cuanto a dispersión, pues los JIs de S. carpocapsae muestran tendencia a
moverse hacia arriba (Georgis y Poinar, 1983a), lo cual limita sus posibilidades de encontrar al
hospedero. Por su parte, la especie S. riobravis, permanece en un 99% en el primer centímetro
de la superficie del suelo (Duncan y McCoy, 1996) y presenta un geotropismo negativo
(Duncan et al., 1996).
Con base en lo anterior, algunos aspectos de investigación a realizar en la mosca mexicana de
la fruta con nematodos son estudios sobre su comportamiento; la migración vertical u
horizontal; de substancias químicas, feromonas y/o respuestas conductuales, que puedan
incrementar su infectividad y si estas feromonas pueden ser identificadas, sintetizadas y
utilizadas; una estandarización o modelo de los diferentes métodos de colocación del nematodo
dentro del dispositivo, que favorezcan una distribución uniforme y propicien un mayor alcance
de los hospederos, de acuerdo a los hábitos de éstos.
Es por eso, que las últimas investigaciones realizadas por Cabanillas y Raulston (1996b) están
encaminadas a evaluar el efecto de concentración, método de aplicación (sobre la superficie o
incorporado al suelo) y antes o después de un riego. Los resultados muestran que la
101
incorporación bajo la superficie del suelo y a través del riego, pueden ser los dos métodos de
aplicación más efectivos que aplicando los nematodos sobre la superficie o después de un
riego.
Considerando que las condiciones de humedad edáfica, humedad relativa y temperatura del
suelo afectan la efectividad de los nematodos (Kaya, 1990b; Kung et al., 1991) y que las
diferentes especies de nematodos son afectadas de diferentes maneras por las bajas humedades
del suelo (Koppenhöfer et al., es probable que S.S. riobravis estaría en mejores
condiciones ambientales para controlar a la mosca mexicana de la fruta en ambientes tropicales,
ya que esta especie proviene de una región subtropical semiárida, adaptada a temperaturas
extremas (Cabanillas et al., 1994; Cabanillas y Raulston, 1994; Koppenhöfer et al., 1997), con
precipitación pluvial de 600-700 mm anual, temperaturas de 35°C y expuesta a períodos secos
durante la mayor parte del año, lo que indica que está bien adaptada a regiones semiáridas
(Cabanillas et al., 1994); además, la humedad relativa probablemente favoreció a esta especie,
pues se demostró que la habilidad de infección no decrece con la humedad; la sobrevivencia de
S. riobravis declina con la humedad, pero la infectividad no disminuye (Baur et al., 1995) y
cuenta además, con una alta tolerancia a la desecación y puede vivir por largos períodos de
tiempo en el interior de los cadáveres (Koppenhöfer et al., 1997).
Las condiciones de humedad y temperatura necesarias para que se establezca S. glaseri, son
semejantes a las de S. riobravis, pues S. glaseri es una especie neotropical de regiones cálidas
(Gaugler et al., 1992b) y puede emerger de los cadáveres en gran número en suelos secos
(Koppenhöfer et al., 1995).
La temperatura a la que se realizó la investigación 25±1ºC, al parecer también favoreció la
102
en las diferentes especies de nematodos ya se han reportado (Beavers y Calkins, 1984; Gaugler,
1988; Kaya y Gaugler, 1993).
Otros aspectos de investigación a realizar son estudios de persistencia de los nematodos en el
dispositivo, con el fin de determinar la capacidad epizoótica de las especies de nematodos. De
la misma manera, deben ser evaluados en condiciones de invernadero y de campo.
Las larvas de la mosca mexicana de la fruta llevan a cabo su desarrollo en el interior de los
frutos, pero una etapa de su ciclo de vida, que corresponde al tercer estadio, se realiza en el
suelo, que es el ambiente natural de los nematodos. Es en esta etapa corta, previa al estado de
pupa, donde los nematodos pueden llevar a cabo el control de esta plaga (Gaugler, 1988; Kaya,
1990b).
Un aspecto interesante es que S. riobravis se aisló de un suelo tipo arena arcillo limoso, con
1.1 de Materia Orgánica (MO) y pH de 8.3, características similares al suelo del experimento;
con suelo arena limo arcilloso, 1.16 de MO y un pH de 7.37, por lo que tiene un mejor
desempeño y mayor persistencia en suelos arenosos y areno limosos (Kung et al., 1990b). Las
diferencias en las propiedades del suelo pueden influir en la sobrevivencia e infectividad de los
nematodos (Gaugler, 1988) y por consiguiente, pueden explicar algunas de las inconsistencias
observadas en los porcentajes de mortalidad, por lo que faltaría investigar, cuáles son las
propiedades de suelo más apropiadas para cada especie de nematodo.
Se sabe que la textura del suelo afecta la efectividad, movilidad y sobrevivencia de nematodos
entornopatógenos (Georgis y Poinar, 1983a; Georgis y Poinar, 1983b; Kaya, 1990a; Kung et
al., 1990 Kung et al., 1990b; Barbercheck y Kaya, 199 1; Kung et al., 199 1; Capinera y
103
Epski, 1992; Drees et al., 1992), en el cual el tamaño del poro y el bajo nivel de oxígeno son
los factores que afectan a los nematodos (Kung et al., 1990a; Kung et al., 1990b).
Kaya (1990a) reporta que las especies de nematodos entornopatógenos presentan baja
sobrevivencia en suelos con contenidos de arcilla superiores al 20%; en este trabajo, el suelo
presentó un valor de 4.84 de arcilla, por lo que se considera que este factor no afectó la
sobrevivencia de los nematodos. Aparentemente la textura del suelo, arena migajonoso, fue
determinante para la distribución vertical e infectividad de S. glaseri (Georgis y Poinar, 1983a;
Georgis y Poinar, 1983b), pues la textura de arcilla o limo pueden limitar los movimientos de S.
glaseri y S. carpocapsae (Georgis y Poinar, 1983a).
Sin embargo, faltaría investigar si las diferentes texturas del suelo afectan de manera
determinante la eficacia, sobrevivencia, infectividad, y reciclaje de las diferentes especies de
nematodos, y el cómo influyen las variaciones de humedad, pH, salinidad, contenido de MO, y
temperatura entre otros, en los movimientos de migración de los entornopatógenos, pues la
humedad relativa en el macro ambiente puede no ser tan importante como la humedad relativa
en el micro ambiente.
Por otro lado, el factor más grande que puede influir en la eficacia de los nematodos es la
persistencia (Campbell et al., 1995); dado que los entornopatógenos tienen una amplia
distribución, se puede deducir que presentan una alta capacidad de persistencia en su hábitat
natural, el suelo, puesto que los extremos ambientales son menos severos en el suelo, donde
muchos nematodos pueden responder a la baja humedad al entrar en anhidrobiosis y el suelo
representa una protección para la radiación solar (Gaugler, 1988); la eficacia puede ser
105
reducida cuando las aplicaciones se realizan sobre el suelo, donde los JIs están expuestos a la
radiación solar y desecación, a menos que éstos emigren rápidamente hacia el suelo protector.
Si se comparan las dimensiones de las especies de nematodos entornopatógenos, se puede
inferir que las diferencias en patogenicidad de S. glaseri y S riobravis, no están determinadas
solamente por el tamaño de los JIs puesto que S. glaseri es el más grande, y S. riobravis tiene
la mitad de las dimensiones de S. gfaseri (Poinar, 1986; Poinar et al., 1987; Cabanillas et al.,
1 9 9 4 ) .
Con relación a las características de S. glaseri y S. carpocapsae. Los JIs de S. glaseri son
mucho más grandes que los de S. carpocapsae (Poinar, 1990); su desarrollo es más rápido
(Poinar, 1979); el porcentaje metabólico y procesamiento de los tejidos del hospedero por la
bacteria simbionte difieren entre estos dos nematodos (Koppenhofer y Kaya, 1995); es mayor
el número de JIs migratorios en S. glaseri en presencia del hospedero (Georgis y Poinar,
1983a), y los JIs de S. carpocapsae no se dispersan activamente en presencia o ausencia del
hospedero (Kaya, 1990b).
Las variaciones observadas en los resultados de esta investigación, pueden haber sido debido a
las diferencias en el número de bacterias por JIs; la proporción de juveniles que transportan a la
bacteria simbionte (Morris et al., 1990); el tiempo que lleva para liberar las bacterias (Glazer et
al., 199 1) y el grado en el cual él y su simbionte puedan evadir o vencer la respuesta
inmunológica del insecto hospedero (Akhurst y Boemare, 1990).
Las pruebas de patogenicidad, seguidas por mediciones cuidadosas de las condiciones
ambientales y estudios, que incluyan la conducta de los nematodos, son componentes clave
106
para el éxito (Glazer y Navon, 1990)
El haber trabajado con varios nematodos, implica que las diversas especies pueden tener
diferente habilidad y velocidad de penetración (Morris et al., 1990); la rápida penetración al
hemocele del hospedero, explica posiblemente la patogenicidad más alta de S. glaseri y S.
riobravis En este caso al parecer, tuvieron efecto positivo las bajas concentraciones de JIs
utilizadas, de 10 a 50 JIs/larva, pues se demostró que disminuye significativamente la eficiencia
y proporción de JIs que penetran en el hospedero, cuando se incrementa el número de JIs en el
suelo y la entrada a los hospederos (Koppenhöfer y Kaya, 1995).
Además de los medios mecánicos utilizados para la penetración, los nematodos
entornopatógenos liberan enzimas proteolíticas. La función de las proteasas es esencial para la
patogenicidad de los nematodos (Abuhatab et al., 1995) ya que catalizan las hendeduras de los
enlaces péptidos en las proteínas. Se sabe que existe un inhibidor en la hemolinfa de los
insectos que inhibe las proteasas de Steinernema y su bacteria de manera irregular; producido
durante el segundo período de infección, cuando el sistema de defensa larval ha sido vencido y
la infección se establece (Kucera y Mracek, 1989), así, la habilidad de penetración y
permanencia de los nematodos pudo haber sido reducida de manera drástica (Abuhatab et al.,
1995) .
Del mismo modo, es posible que haya habido diferencias en el porcentaje de JIs que penetraron
al hospedero, relacionados con el sexo de los nematodos, pues los JIs que posteriormente se
convierten en hembras, tienen una probabilidad de invasión mayor que los que se van a
convertir en machos (Bohan y Hominick, 1997). En este caso, sería recomendable realizar
estudios para conocer la eficiencia de invasión y establecimiento de los JIs en el hospedero, así
107
como saber la proporción de machos y hembras de JIs que pueden penetrar al hospedero, como
una medida alternativa para conocer la patogenicidad de los nematodos (Glazer et al., 1991;
Epsky y Capinera, 1994).
No hay que olvidar de que los mecanismos celulares de defensa del hospedero, pudieron haber
anulado en diferente proporción a la bacteria simbionte del nematodo, dando como resultado
nematodos axénicos (libres de bacterias), con patogenicidad reducida, comparados con los
nematodos monoaxénicos; la virulencia del complejo nematodo- bacteria es mayor que el
efecto de los nematodos y sus bacterias evaluados separadamente (Ehlers et al., 1997). En las
especies S. glaseri y S. riobravis, pudo darse el caso de que sus bacterias hayan evadido o
resistido los mecanismos de defensa y al ser liberadas en el hemocele del insecto proliferaron
rápidamente y posiblemente debilitaron al insecto, causándole inanición fisiológica (Thurston et
al., 1994)
Si se toma en cuenta que Steinernema y Hrterorhabditis presentan las bacterias Xenorhabdus y
Photorhabdus, respectivamente, con características y atributos diferentes, es probable que el
mecanismo de infección y toxinas producidas por las bacterias sean diferentes (Kaya y
Koppenhöfer, 1996). Esta pudo haber sido la razón por la que se obervó mayor mortalidad en
las especies de Steinernema que en Heterorhabditis.
Por otro lado, los porcentajes de mortalidad, obtenidos con cada concentración en las
diferentes especies de nematodos no permitieron obtener mortalidades superiores al SO%, salvo
con la especie S. glaseri; por lo anterior, no fue posible llevar a cabo la determinación de las
respectivas CL50
108
La especie s. glaseri causó una mortalidad promedio superior al 50% entre las diferentes
especies de nematodos, con una relación positiva entre la concentración y la mortalidad; que
varió de 38 a 75% a la concentración más baja y alta, respectivamente, siendo esta especie la
más virulenta, con una CL50 de 2 1.301 nematodos/larva en larvas de A. ludens, valor de
concentración letal bajo, comparado con los reportados en la literatura. Este valor es inferior a
los reportados por Lindegren y Vail (1986), con el nematodo S. feltiae en las especies de C.
capitata, D. cucurbitae y D. dorsalis
En otras especies Chyzic et al., (1996), obtienen valores de CL50s: 143.3, 182, 205.1 y 262.6
JIs/cm2, para H. bacteriophora; S. feltiae Ger., S. feltiae UK para S. riobravis,
respectivamente; valores que son superiores a los reportados en este trabajo. Lo que significa
que los nematodos entornopatógenos muestran gran variación en su habilidad para reducir
poblaciones de insectos, y algunas de las especies/cepas pueden ser altamente específicas (Alm
et al., 1992; Georgis y Manweiler, 1994) y que el grado de susceptibilidad a los nematodos
varía entre las especies y cepas (Epsky y Capinera, 1994).
Estos hallazgos son importantes porque permiten por un lado ratificar la necesidad de evaluar
diferentes especies de nematodos entornopatógenos con el fin de seleccionar la más
sobresaliente con miras a ser utilizada como agente de control biológico de una plaga en
particular
109
6 CONCLUSION
Esta investigación demostró que existen diferencias en los porcentajes de mortalidad de larvas
de A. ludens a las concentraciones de nematodos entornopatógenos de las especies S.
carpocapsae; S. glaseri, S. feltiae; H. megidis y S. riobravis.
Se lograron separar dos niveles de signifícancia entre las especies de nematodos
entornopatógenos con base en los porcentajes de mortalidad; las especies S. glaseri y S.
riobravis fueron las más sobresalientes, seguidas por las especies S. carpocapsae, S. feltiae y
H. megidis.
La especie S. glaseri presentó valores de concentraciones letales 10, 50 y 90% de 1.945,
2 1.30 1 y 233.292, respectivamente.
Los resultados obtenidos en esta investigación sugiere que las especies de nematodos evaluadas
en este estudio representan una alternativa no tóxica o residual, ambientalmente aceptable y un
potencial como agentes de control biológico en larvas de A. ludens dentro de un programa de
manejo integrado de plagas.
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