UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
Facultad de Medicina
Departamento de Microbiología y Parasitología
X DIPLOMADO EN MICOLOGÍA MÉDICA
“DR. ANTONIO GONZÁLEZ OCHOA”
Del 9 de junio al 4 de julio de 2014
PROGRAMA
Profesor Titular: Dr. Rubén López Martínez
Profesores Adjuntos: Dra. Francisca Hernández Hernández
Dr. Luis Javier Méndez Tovar
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DIRECTORIO
FACULTAD DE MEDICINA
Dr. Enrique Luis Graue Wiechers
Director
Dra. Rosalinda Guevara Guzmán
Secretaria General
Dr. Pelayo Vilar Puig
Jefe de la División de Estudios de Posgrado
Dr. Jaime Mas Oliva
Jefe de la División de Investigación
Lic. Graciela Zúñiga González
Secretaria Administrativa
Dr. Melchor Sánchez Mendiola
Secretaría de Educación Médica
Dr. Leobardo Ruíz Pérez
Secretaría de Enseñanza Clínica, Internado y Servicio Social
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COORDINACIÓN DE EDUCACIÓN MÉDICA CONTINUA
Dr. Julio M. Cacho Salazar
Subdivisión de Educación Continua
Dr. Melchor Sánchez Mendiola
Secretaría de Educación Médica
DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA
Dra. Patricia Tato Zaldívar
Jefa del Departamento
Dr. Javier Rolando Ambrosio Hernández
Coordinador de Investigación
Q.F.B. Yolanda García Yáñez
Coordinadora de Enseñanza
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LABORATORIO DE MICOLOGÍA MÉDICA
Dr. Rubén López Martínez
Jefe del Laboratorio. Profesor Titular “C” T.C.
Dra. Francisca Hernández Hernández
Profesora Titular “B” T.C.
Dra. Laura Rosio Castañón Olivares
Profesora Titular “A” T.C.
Dra. Patricia Manzano Gayosso
Profesora Titular “A” T.C.
Biól. Elva Bazán Mora
Técnica Académica Asociada “C” T.C.
Q.F.B. Érika Córdova Martínez
Técnica Académica Asociada “B” T.C.
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PROFESORES EXTRANJEROS
Dr. Rubén López Benítez. Hospital Universitario de Berna INSELSPITAL, Berna,
Suiza.
PROFESORES NACIONALES
Dr. Aarón Vázquez Hernández. Hospital de Especialidades, Centro Médico
Nacional Siglo XXI, Instituto Mexicano del Seguro Social, México, D. F.
Dra. Adriana Montoya Esquivel. Centro de Investigación en Ciencias Biológicas
y Posgrado en Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Tlaxcala.
M. en C. Alexandro Bonifaz. Servicio de Dermatología, Hospital General de
México, O.D., México, D. F.
M. en C. Alejandra Espinosa Texis. Centro de Investigaciones en Ciencias
Microbiológicas, Benemérita Universidad Autónoma de Puebla, Puebla.
Dra. Alicia Lemini López. Hospital General de Zona No. 8, Instituto Mexicano del
Seguro Social, México D. F.
Dr. Aureliano Castillo Solana. Hospital General de Acapulco, S.S., Acapulco,
Gro.
Dra. Blanca Edith Millán Chiu. Departamento de Microbiología y Parasitología,
Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.
Dra. Carolina Segundo Zaragoza. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia,
Universidad Nacional Autónoma de México, México, D. F.
6
Dra. Conchita Toriello Nájera. Departamento de Microbiología y Parasitología,
Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.
Q.F.B. Cudberto Contreras Pérez. Instituto Nacional de Diagnóstico y Referencia
Epidemiología, México D. F.
Dr. Dionisio Felix
Ex alumno del Dr. Antonio González Ochoa
Dra. Elsa Vázquez del Mercado. Hospital General Dr. Manuel Gea González,
S.S., México D. F.
Biol. Elva Bazán Mora. Departamento de Microbiología y Parasitología, Facultad
de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.
Q.F.B. Érika Córdova Martínez. Departamento de Microbiología y Parasitología,
Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.
Dra. Francisca Hernández Hernández. Departamento de Microbiología y
Parasitología, Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México,
México D. F.
Dra. Gabriela Moreno Coutiño. Hospital General Dr. Manuel Gea González, S.S.,
México D. F.
Dr. Gerardo Mata. Instituto de Ecología, A.C., Xalapa, Ver.
Dra. Gisela Navarrete Franco. Centro Dermatológico Dr. Ladislao de la Pascua.
7
Dr. Héctor Manuel Barragán Campos. Unidad de Resonancia Magnética.
Instituto de Neurobiología, Universidad Nacional Autónoma de México, Campus
Juriquilla, Querétaro, Qro.
QFB. Israel Silva González. Hospital de Especialidades, CMN Siglo XXI, IMSS.
Q.F.B. Javier Araiza Santibañez. Hospital General de México, S.S., México, D. F.
Dra. Josefina Carbajosa. Instituto Nacional de Ciencias Médicas y Nutrición
Salvador Zubirán, México D. F.
Biól. Jorge Mayorga. Instituto Dermatológico de Jalisco Dr. José Barba Rubio,
Guadalajara, Jal.
Dra. Laura Castrillón Rivera. Universidad Autónoma Metropolitana, Unidad
Xochimilco, México D. F.
Dra. Laura Rosio Castañón Olivares. Departamento de Microbiología y
Parasitología, Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México,
México D. F.
Dr. Leonel del Rivero. Servicio de Inmunología y Alergología, Hospital de
Especialidades, Centro Médico Nacional Siglo XXI, Instituto Mexicano del Seguro
Social, México, D. F.
Dr. Lucio Vera. Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de Nuevo León, N.
L.
Dr. Luis Javier Méndez Tovar. Hospital de Especialidades, Centro Médico
Nacional Siglo XXI, Instituto Mexicano del Seguro Social, México, D. F.
8
Dra. Magda Carvajal Moreno. Instituto de Biología, Universidad Nacional
Autónoma de México, México D. F.
Dra. Margarita Villegas Ríos. Facultad de Ciencias, Universidad Nacional
Autónoma de México, México D. F.
Dra. María del Carmen Padilla Desgarennes. Centro Dermatológico Dr. Ladislao
de la Pascua, México D. F.
Dra. María de los Ángeles Martínez Rivera. Escuela Nacional de Ciencias
Biológicas, I.P.N., México D. F.
Dra. María Lucia Taylor Da Cunha E Mello. Departamento de Microbiología y
Parasitología, Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México,
México D.F.
Dra. Marina Romero. Hospital General de Acapulco, S.S., Acapulco, Gro.
Dr. Oliverio Welsh Lozano. Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de
Nuevo León, N. L.
Dra. Patricia Manzano Gayosso. Departamento de Microbiología y Parasitología,
Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.
Dr. Ramón Fernández. Hospital General “Manuel Gea González”, S.S., México,
D. F.
Dr. Roberto Arenas Guzmán. Hospital General Dr. Manuel Gea González, S.S.,
México D. F.
9
Dr. Roberto Cervantes Olivares. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia,
Universidad Nacional Autónoma de México, México, D. F.
Dra. Rocío Orozco Topete. Instituto Nacional de Ciencias Médicas y Nutrición
Salvador Zubirán, México D. F.
Dr. Rubén López Martínez. Departamento de Microbiología y Parasitología,
Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.
Dr. Sigfrido Sierra Galván. Facultad de Ciencias, Universidad Nacional
Autónoma de México, México D. F.
Dr. Víctor M. Tarango Martínez. Instituto Dermatológico de Jalisco Dr. José
Barba Rubio, Guadalajara, Jal.
Dra. Virginia Vanzzini Zago. Asociación para Evitar la Ceguera en México Dr.
Luis Sánchez Bulnes, S.S., México D.F.
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SESIONES TEÓRICAS
Lunes 9 de junio
9:00 - 9:30 h InauguraciónDra. Paz María Salazar Schettino
9:30 - 10:00 h Introducción al Curso de Micología MédicaDr. Rubén López Martínez
MÓDULO I. GENERALIDADES DE HONGOS
10:00 - 11:30 h Morfología general de los hongosDra. Francisca Hernández Hernández
11:30 - 12:00 h Receso
12:00 - 13:30 h Estructura y fisiología de los hongos Dr. Luis J. Méndez Tovar
Martes 10 de junio
9:00 - 10:00 h Taxonomía en la Micología MédicaDra. Margarita Villegas Ríos
10:00 - 11:00 h Reproducción sexualBiól. Elva Bazán Mora
11:00 - 11:30 h Receso
11:30 - 13:30 h Reproducción asexual: conidiogénesis y esporangiosporogénesisDra. Blanca Edith Millán Chiu
Miércoles 11 de junio
9:00 - 10:00 h Dimorfismo en los hongos patógenosDra. Conchita Toriello Nájera
10:00 – 11:30 h Campos de estudio de la micologíaDr. Gerardo Mata
11: 30 - 12:00 h Receso
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12:00 - 13:30 h Ecología de los hongosDr. Sigfrido Sierra Galván
MÓDULO II. GENERALIDADES DE MICOLOGÍA MÉDICA
Jueves 12 de junio
09:00 - 10:30 h Factores de virulencia y mecanismos de patogenicidad de los hongosDra. Conchita Toriello Nájera
10:30 - 11:30 h Técnicas de laboratorio para el diagnóstico micológicoQ.F.B. Israel Silva González
11:30 - 12:00 h Receso
12:00 - 13:30 h La respuesta inmune en las micosisDra. Laura Castrillón Rivera
MODULO III. MICOSIS SUPERFICIALES
Viernes 13 de junio
09:00 - 10:00 h Propedéutica dermatológicaDr. Aarón Vázquez Hernández
10:00 – 11:00 h Dermatofitos: ecología y morfologíaDra. Patricia Manzano Gayosso
11:00 - 11:30 h Receso
11:30 - 12:30 h Dermatofitosis: epidemiología y cuadros clínicosDr. Víctor M. Tarango Martínez
12:30 - 13:30 h Dermatofitosis: diagnóstico de laboratorio y tratamientoDra. Patricia Manzano Gayosso
Lunes 16 de junio
09:00 - 10:00 h Tiña negra y piedrasDra. Marina Romero
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10:00 - 11:00 El género Malassezia y patologías asociadasDra. Francisca Hernández Hernández
11:00 – 11:30 Receso
11:30 - 12:30 Pitiriasis versicolor y dermatitis seborreicaDra. Guadalupe Chávez
12:30-13:30 Diagnóstico diferencial de las micosis superficialesDra. María del Carmen Padilla
15:00 – 16:00 El género Sporothrix y epidemiología de la esporotricosisM. en C. Alejandra Espinosa Texis
Martes 17 de junio
9:00 - 11:00 Histopatología de las micosisDra. Gisela Navarrete
11:00 - 11:30 Receso
MÓDULO IV. MICOSIS SUBCUTÁNEAS
11:30 - 12:30 Pseudomicosis superficialesDra. Elsa Vázquez del Mercado
12:30 - 13:30 Esporotricosis: clínica, diagnóstico y tratamientoDr. Roberto Estrada
Miércoles 18 de junio
09:00 – 10:00 h Micetoma: etiología y epidemiologíaDra. Francisca Hernández Hernández
10:00 – 11:00 h Micetoma: clínica y diagnóstico diferencialDr. Luis J. Méndez Tovar
11:00 – 11:30 h Receso
11:30 – 12:30 h Micetoma: diagnóstico de laboratorio e imagenologíaDr. Edoardo Torres
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12:30 – 13:30 Micetoma: tratamientoDr. Oliverio Welsh Lozano
Jueves 19 de junio
9:00 – 10:00 NocardiosisDr. Lucio Vera
10:00 – 11:00 CromoblastomicosisQFB Javier ARAIZA
11:00 – 11:30 Receso
11.30 – 12:30 Conidiobolomicosis, basidiobolomicosisBiól. Jorge Mayorga
12:30 – 13:30 Sesión de casos clínicosBiól. Jorge Mayorga
Viernes 20 de junio
9:00 – 10:00 Seminario
10:00 – 11:00 MicotoxicosisDra. Magda Carvajal Moreno
11:00 – 11:30 Receso
MÓDULO V. MICOSIS SISTÉMICAS
11.30 – 12.30 El género CoccidioidesLaura Rosio Castañón Olivares
12:30 – 13:30 Coccidioidomicosis: clínica, diagnóstico y tratamientoRubén López Martínez
Lunes 23 de junio
9:00 – 10:00 ActinomicosisLuis J. Méndez Tovar
10:00 – 11:00 Ecología de Histoplasma capsulatum y epidemiología de la histoplasmosis.Dra. María Lucia Taylor Da Cunha E Mello
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11:00 – 11:30 Receso
11:30 - 12:30 h Histoplasmosis: clínica, diagnóstico y tratamientoDr. Rubén López Martínez
12:30 - 13:30 h
Martes 24 de junio
9:00 – 10:00 Paracoccidioidomicosis Dr. Ramón Fernández
10:00 – 11:00 BlastomicosisDra. Gabriela Moreno Coutiño
11:00 – 11:30 Receso
11:30 – 12:30 El género AspergillusDra. Rocío Reyes Montes
12:30 – 13:30 Examen
MÓDULO VI. MICOSIS OPORTUNISTAS
Miércoles 25 de junio
09:00 – 10:00 h AspergilosisM. en C. Alexandro Bonifaz
10:00 - 11:00 h El género CandidaDra. Ma. de los Ángeles Martínez Rivera
11:00 – 11:30 RECESO
11:30 – 12:30 h Candidosis: clínica, diagnóstico y tratamiento.Dr. Roberto Arenas Guzmán
12:30 - 13:30 h MucormicosisDr. Roberto Arenas Guzmán
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Jueves 26 de junio
9:00 – 10:00 El género CryptococcusDra. Laura Rosio Castañón Olivares
10:00 – 11:00 CriptococosisM. en C. Alexandro Bonifaz
11:00 – 11:30 Receso
11:30 – 12:30 El género Pneumocystis Dra. Francisca Hernández Hernández
12:30 – 13:30 h NeumocistosisDr. Luis Javier Méndez Tovar
Viernes 27 de junio
09:00 – 10:30 h Seminario
MÓDULO VII. TEMAS SELECTOS DE MICOLOGÍA MÉDICA
10:30 – 12:00 Fundamentos de Biología Molecular aplicada a laMicología MédicaDr. Leonel Mendoza
12:00 – 12:30 Receso
12:30 - 13:30 h La epidemiología como una herramienta de la micologíamédicaDr. Aureliano Castillo Solana
Lunes 30 de junio
9:00 - 10:00 h Hongos contaminantesDr. Rubén López Martínez
10:00 - 11:00 h Micosis de manejo quirúrgicoDra. Josefina Carbajosa
11:00 - 11:30 h Receso
11:30 - 12:30 h Micosis en pacientes con inmunodeficienciasDra. Rocío Orozco Topete
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12:30 – 13:30 PRESENTACIÓN DE TESINAS I
Martes 1 de julio
9:00 – 10:00 Micosis en animales y su transmisión al humanoDr. Roberto Cervantes Olivares
10:00 – 11:00 Manejo de animales de bioterio en micología médicaDra. Carolina Segundo Zaragoza
11:00 - 11:30 h Receso
11:30 – 12:30 Micetismos faloidiano, muscarínico, inconstante ygastrointestinalDra. Adriana Montoya Esquivel
12:30 – 13:30 Micosis ocularesDra. Virginia Vanzzini Zago
Miércoles 2 de julio
9:00 – 10:00 Hialohifomicosis y FeohifomicosisDra. Patricia Manzano Gayosso
10:00 – 11:00 AntimicóticosDra. Alicia Lemini
11:00 – 11:30 Receso
11:30 – 13:30 PRESENTACIÓN DE TESINAS II
Jueves 3 de julio
09:00 – 10:00 h Micetismo cerebralDr. Gastón Guzmán
10:00 - 11:00 h Alergias por hongosDr. Leonel del Rivero
11:00 – 11:30 Receso
11:30 – 12:30 h SEMINARIO
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12:30 - 13:30 h Métodos de estudio in vitro de la sensibilidad a los antifúngicosDra. Patricia Manzano Gayosso
Viernes 4 de julio
10:00 – 11:00 La Imagenología en Micología MédicaDr. Rubén López Benítez
11:00 – 11:30 Fotografía de grupo
12:00 – 13:00 Homenaje al Dr. Antonio GonzálezOchoa
Dr. Dionisio Félix
Dr. Rubén López Martínez
Q.F.B. Cudberto Contreras
13:00 – 14:00 Entrega de CertificadosClausura
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SESIONES PRÁCTICAS
LABORATORIO 4 (EDIFICIO A, PRIMER PISO)
PRIMERA SEMANA
Lunes 9 de junioMORFOLOGIA GENERAL DE LOS HONGOS
Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Patricia Manzano GayossoQ.F.B. Érika Córdova Martínez
Actividades:
1. Procedimientos generales para la identificación de los hongos.
2. Estudio macroscópico de diferentes colonias fúngicas:
Colonia algodonosa (Trichophyton rubrum, Monilia sp.)
Colonia costrosa, membranosa (Sporothrix schenckii)
Colonia aterciopelada (Cladophialophora sp.)
Colonia levaduriforme (Candida sp., Rhodotorula sp.)
Colonia pulverulenta (Penicillium sp.)
Colonias productoras de pigmento (M. mycetomatis)
3. Hacer un frotis de una levadura y teñirlo con Gram.
4. Observación microscópica del talo filamentoso (multicelular) y del talo levaduriforme
(unicelular) de los cultivos proporcionados
5. Observación microscópica de diferentes modalidades de filamentos:
Hifas septadas e hifas no septadas: Cladophialophora sp. y Mucor sp.
Hifas en espiral: Trichophyton mentagrophytes
Hifas moniliformes: Monilia sp.
6. Identificación de otras estructuras frecuentes en diversos hongos:
Vesículas: Madurella mycetomatis
Clamidoconidios: C. albicans
Pseudomicelio: C. albicans
7. Hacer un sub-cultivo de C. albicans y Monilia sp. en ADS con y sin antibiótico.
8. Tomar muestra del oído externo para el aislamiento de Malassezia sp.; sembrarla
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en agar Dixon e incubarla a 32°C. Revisar este cultivo el martes 12.
Martes 10 de junioCONIDIOGÉNESIS
Responsables: Dra. Blanca E. Millán ChiuBiól. Elva Bazán MoraDr. Luis Javier Méndez Tovar
Actividades:
1. Observación de los diferentes tipos de conidiación:
Conidiación blástica solitaria: Trichophyton sp.
Conidiación blástica acrópeta: Cladophialophora sp.
Conidiación blástica simpodial: Beauveria sp, S.schenckii
Conidiación enteroblástica fialídica: Penicillium sp.
Conidiación blástica anelídica: Scopulariopsis sp.
Conidiación blástica retrogresiva: Trichothecium roseum
Conidiación tálica ártrica: Geotrichum sp.
Conidiación tálica solitaria: Microsporum gypseum
2. Observación de diferentes agregaciones miceliales:
Esclerotes: Madurella mycetomatis
Coremios (sinemas): Penicillium clavatus
3) Hacer un micro-cultivo de alguna de los siguientes aislados: Trichopyton sp, Penicillium,
Scopulariopsis.
Miércoles 11 de junioREPRODUCCION SEXUAL
Responsables: Biól. Elva Bazán MoraDra. Francisca Hernández HernandezQ.F.B. Érika Córdova Martínez
Actividades:
Observación microscópica de las siguientes estructuras:
Ascas y ascosporas de Saccharomyces cerevisiae con tinción verde de malaquita.
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Peritecios, ascas y ascosporas en Sordaria fimicola.
Cleistotecios, ascas y ascosporas en Talaromyces sp, (P. crysogenum).
Apotecios (ascas con ascosporas) en Morquella sp.
Fíbulas en el micelio de Pleurotus sp.
Basidios y basidiosporas en Agaricus sp. y Pleurotus sp.
Cigosporas (zigosporas) en Mucor sp. y Zygorhynchus sp.
Jueves 12 de junioESPORANGIOSPOROGÉNESIS
Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Laura Rosio Castañón OlivaresQ.F.B. Érika Córdova Martínez
Actividades:
1. Observación macroscópica de Rhizopus sp., Mucor sp., Absidia sp., Cunninghamella sp.
y Syncephalastrum sp.
2. Observación microscópica de las estructuras características de Rhizopus sp., Mucor sp.,
Absidia sp., Cunninghamella sp. y Syncephalastrum sp.
3. Diferenciar microscópicamente las siguientes estructuras: esporangios, esporangiolos,
merosporangios, columela, estolones, rizoides y vesículas.
4. Revisar y en caso necesario desmontar los micro-cultivos hechos durante la segunda
práctica; contrastarlos con azul de algodón.
Viernes 13 de junioFUNDAMENTOS DE HISTOPATOLOGIA
Responsables: Dr. Luis Javier Méndez TovarDra. Patricia Manzano GayossoDra. Francisca Hernández Hernández
Actividades:
1. Observar los cortes histopatológicos de tejido sano.
2. Diferenciar las tinciones de hematoxilina-eosina (HE), Grocott y ácido peryódico de
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Schiff (PAS).
3. Observar e identificar la reacción tisular de un proceso inflamatorio, de un proceso
granulomatoso, de un absceso y de un proceso fibrótico en cortes con diversas
micosis.
4. Sembrar 2 especies de Malassezia y una de Candida en agar urea y en agar Dixon;
incubar a 32°C. Revisar el martes 12.
5. Explicar procedimiento de toma de muestras de uñas, piel o pelo. Los alumnos deberán
traer especímenes biológicos el próximo lunes 11.
SEGUNDA SEMANA
Lunes 16 de junioDERMATOFITOS Y DERMATOFITOSIS
Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoQ.F.B. Érika Córdova MartínezDra. Francisca Hernández Hernández
Actividades:
1. Procedimientos para la obtención de pelo, escamas de uñas y de piel parasitados.
2. Procesamiento de especímenes para el examen microscópico y cultivo de pelos, uñas y
escamas parasitados.
3. Observación de las colonias de dermatofitos: Microsporum canis, Trichophyton
mentagrophytes, T. tonsurans, Epidermophyton floccosum, M. gypseum.
4. Observación microscópica de los cultivos de dermatofitos proporcionados.
5. Observación macro y microscópica de las variedades de Trichophyton rubrum.
6. Hacer un microcultivo de dos de los dermatofitos de interés médico.
7. Observación de pelo infectado in vitro con T. rubrum y T. mentagrophytes.
Martes 17 de junio
MALASSEZIA SPP.
Responsables: Dra. Francisca Hernández Hernández
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Biól. Elva Bazán MoraQ.F.B. Érika Córdova Martínez
Actividades:
1. Observación microscópica de escamas de pacientes con pitiriasis versicolor y dermatitis
seborreica.
2. Revisar y hacer examen de los cultivos hechos el lunes 4 y de estos resembrar las
colonias sugestivas de Malassezia en Caldo Dixon; incubar a 32°C. Revisar estos
cultivos el viernes 22.
3. Observación macroscópica de cultivos de Malassezia spp.
4. Realizar la tinción de Gram a partir de cultivos proporcionados en caldo Dixon.
5. Observar la prueba de ureasa incubada el viernes 8.
6. Hacer la prueba de catalasa a los aislados proporcionados de Malassezia spp.
Miércoles 18 de junioESPOROTRICOSIS
Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDr. Luis Javier Méndez TovarBiol. Elda Cortés González
Actividades:
1. Observación macro y microscópica de cultivos de Sporothrix spp. Comparar morfología
con especies morfológicamente similares.
2. Observar levaduras de S. schenckii producidas en caldo BHI; hacer un frotis y teñirlo con
Giemsa.
3. Examinar cortes histológicos de tejidos con esporotricosis.
Jueves 19 de junio
15 – 15:45 h Revisión de casos clínicos Biól. Jorge Mayorga
MICETOMA
Responsables: Dr. Luis Javier Méndez Tovar
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Dra. Blanca Millán ChiuBiól. Laura Verónica Jasso Escutia
Actividades:
1. Examen directo de granos de pacientes con micetoma.
2. Observación macroscópica de cultivos de Nocardia asteroides, N. brasiliensis, N. otitidis
caviarum (N. caviae), A. madurae, A. pelletieri.
3. Teñir micro-cultivos de Nocardia sp y de Actinomadura sp (uno de cada uno por equipo)
con Kinyoun (Ziehl-Neelsen modificado) y Gram; observarlos al microscopio.
4. Observación macro y microscópica de los hongos causantes de micetoma: Madurella
grisea, M. mycetomatis, Pyrenochaeta romeroi y Scedosporium apiospermum.
5. Observación microscópica de cortes histológicos de pacientes con micetoma.
6. Observar los medios de caseína, xantina, hipoxantina, urea y gelatina inoculados con N.
asteroides, N. brasiliensis y N. otitidis caviarum (caviae).
Viernes 20 de junioCROMOBLASTOMICOSIS
Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoDra. Blanca Edith Millán ChiuQ.F.B. Érika Córdova Martínez
Actividades:
1. Observación de escamas de pacientes con cromoblastomicosis.
2. Examen microscópico de cortes histológicos de pacientes con cromoblastomicosis.
3. Examen macro y microscópico de cultivos de Fonsecaea pedrosoi, Phialophora
verrucosa, Cladophialophora carrionii y Rhinocladiella sp.
TERCERA SEMANA
Lunes 23 de junio
COCCIDIOIDOMICOSIS, CONIDIOBOLOMICOSIS Y BASIDIOBOLOMICOSIS
Responsables: Dra. Laura Rosio Castañón Olivares
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Dra. Patricia Manzano GayossoBiól. Elva Bazán Mora
Actividades:
1. Observación de cortes de tejido infectado con Coccidioides sp.
2. Observación macro y microscópica de cultivos (inactivados con formalina) de
Coccidioides sp.
3. Inocular Cryptococcus spp y Candida sp en agar urea y en agar Staib (niger) e incubar a
30°C. Revisar el próximo jueves 21.
4. Inocular Cryptococcus neoformans y C. gattii en agar canavanina-azul de bromotimol.
Se revisará el próximo jueves 21.
Martes 24 de junio
PARACOCCIDIOIDOMICOSIS, HISTOPLASMOSIS Y MUCORMICOSIS
Responsables: Dr. Luis Javier Méndez TovarM. en C. Saúl Cruz RabadanDra. Francisca Hernández Hernández
Actividades:
1. Observación de cortes histológicos de pacientes con paracoccidioidomicosis e
histoplasmosis.
2. Observación macro y microscópica de cultivos de Histoplasma capsulatum (inactivados
con formalina).
3. Teñir un frotis de levaduras de H. capsulatum obtenidas in vitro usando la técnica de
Giemsa.
4. Aplicación de intradermorreacciones: histoplasmina, coccidioidina, candidina.
5. Inocular placas de agar Staib y agar harina de maíz con las cepas de Candida spp.
proporcionadas. La lectura se realizará el próximo viernes 22.
6. Observación macro y microscópica de cultivos de Mucor sp, Rhizopus sp, Absidia sp,
Cunninghamella sp.
7. Observación de cortes histológicos con zigomicosis.
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Miércoles 25 de junioCANDIDA SPP., CANDIDOSIS
Y PRUEBA DE SENSIBILIDAD A ANTIFÚNGICOS I
Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoBiól. Elva Bazán MoraBiól. Elda Cortés González
Actividades:
1. Observación macroscópica de cultivos de Candida spp en agar dextrosa Sabouraud con y sin antibióticos.
2. A partir de una suspensión de levaduras proporcionada, realizar un frotis y teñirlo con
Gram.
3. Inocular 10 µl de la misma suspensión en medio cromógeno (ChromID Candida) y
distribuirla por estría separada. Incubar en oscuridad 48 h a 37°C.
4. A partir de un exudado de paciente o de individuo sano, hacer un frotis con tinción de
Gram.
5. A partir de escamas proporcionadas, hacer un examen directo con KOH.
6. Dividir en dos partes una placa de agar Dextrosa Sabouraud con y sin antibióticos, e
nocularla por estría cerrada las cepas A y B. Incubar por 48 h a 30°C.
7. Prueba de sensibilidad a antifúngicos con el kit ATB-Fungus 3. Seguir las
instrucciones dadas durante la práctica.
8. Auxanograma por el método API-20 C Aux. Seguir las instrucciones dadas durante la
práctica.
Jueves 26 de junio
CRYPTOCOCCUS SPP. Y CRIPTOCOCOSIS
Responsables: Dra. Laura Rosio Castañón OlivaresQ.F.B. Érika Córdova MartínezDra. Francisca Hernández Hernández
Actividades:
1. Examen macroscópico de colonias de Cryptococcus spp.
2. Examen microscópico de Cryptococcus spp. contrastado con tinta china.
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3. Diferenciar C. neoformans de C. laurenti inoculados en agar Staib (níger).
4. Diferenciar las especies C. neoformans y C. gatti en agar canavanina-azul
de bromotimol.
5. Observación microscópica de cortes de tejido infectado con C. neoformans.
6. Observar la prueba de ureasa de C. neoformans inoculada el lunes 18.
7. Sembrar diversas semillas y cereales en agar malta sal e incubar a temperatura ambiente.
Observar el lunes 25.
8. Mantener abierta durante 10 minutos una placa de agar Sabouraud por persona, en un
punto diferente de las instalaciones en que se encuentra e incubarlas a temperatura
ambiente. El lunes 25, identificar los géneros crecidos.
Viernes 27 de junio
CANDIDA SPP., CANDIDOSIS Y PRUEBA DE SENSIBILIDAD A ANTIFÚNGICOS II
Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoDra. Blanca Millán ChiuDr. Luis Javier Méndez Tovar
Actividades:
1. Realizar la prueba de filamentación en suero con las cepas A y B proporcionadas. Para
ello, inocular cada cepa en un tubo conteniendo 1 ml de suero humano; incubar 2 h
a 37°C y hacer un examen microscópico para la búsqueda de tubo germinativo.
2. Observación macroscópica de cultivos de Candida spp en agar Staib, en agar harina de
maíz y en medio cromógeno.
3. Hacer examen microscópico a partir de los cultivos en agar Staib y agar harina de maíz-
Tween 80 para la búsqueda de clamidoconidios.
4. Examinar cortes histológicos infectados con Candida albicans.
5. Hacer las lecturas de la CMI del método de sensibilidad a antifúngicos (kit ATB-Fungus
3) realizada el miércoles anterior.
6. Revisar el resultado de la prueba de Auxanograma realizada el miércoles anterior.
7. Revisar los cultivos de Malassezia hechos en caldo Dixon el martes 12.
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CUARTA SEMANA
Lunes 30 de junio
ASPERGILOSIS Y HONGOS CONTAMINANTES
Responsables: Dr. Luis Javier Méndez TovarDr. Rubén López MartínezBiól. Elva Bazán Mora
Actividades:
1. Observación macroscópica (microscopio estereoscópico) de cultivos de Aspergillus
flavus, A. fumigatus, A. niger, A. ochraceus, A. terreus, A. nidulans, A. clavatus.
2. Observación microscópica de los cultivos anteriores e identificar las cabezas aspergilares
uniseriadas, biseriadas o mixtas. Diferenciar las paredes lisas u ornamentadas de los
conidióforos y conidios.
3. Observación de cortes histológicos con aspergilosis.
4. Observar e identificar los cultivos obtenidos de semillas, cereales y ambiente realizados
el jueves 21 de junio.
5. Observación macro y microscópica de Penicillium sp., Trichoderma sp., Scopulariopsis
sp., Acremonium sp., Fusarium sp., Chrysosporium sp., Alternaria sp.
Martes 1 de julioTECNICAS DE DIAGNÓSTICO INMUNOLÓGICO
Responsables: Q.B.P. Patricia Marín MercadoQ.F.B. Iván Rivas MoralesDr. Luis Javier Méndez TovarDra. Blanca Edith Millán Chiu
Actividades:
Diagnóstico inmunológico de:CandidosisCriptococosisAspergilosis
Las instrucciones serán dadas durante la práctica.
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Miércoles 2 de julio
BASES DE BIOLOGIA MOLECULAR ISe dará instructivo.
Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Patricia Manzano GayossoQFB. Érika Córdova Martínez
Actividades:Extracción de ADN y ARN.Preparación de reacción para PCR.
Jueves 3 de julio
BASES DE BIOLOGIA MOLECULAR IISe dará instructivo.
Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Patricia Manzano GayossoQFB. Érika Córdova Martínez
Actividades:Visualización del ADN y ARN extraídos.Visualización de productos de PCR.
Viernes 4 de julio
EVALUACIÓN GENERAL DEL CURSOTodos los profesores responsables del Diplomado